Fyzikálne metódy sterilizácie.
MINISTERSTVO ZDRAVOTNÍCTVA RUSKEJ FEDERÁCIE
VŠEOBECNÉ FARMAKOPICKÉ POVOLENIE
SterilizáciaOFS.1.1.0016.15
Namiesto čl. GFXI, vydanie 2
Táto monografia všeobecného liekopisu stanovuje metódy a podmienky sterilizácie používané pri príprave sterilných liekov.
Sterilitou sa rozumie absencia životaschopných mikroorganizmov a ich spór.
Sterilizácia je overený proces používaný pri príprave sterilných dávkových foriem na uvoľnenie produktu, vybavenia, pomocných látok a obalov od živých mikroorganizmov a ich spór.
Pri zmene podmienok sterilizácie, vrátane zmeny objemu náplne sterilizátora, je potrebné vykonať opätovnú validáciu.
Nižšie opísané metódy sú použiteľné na inaktiváciu baktérií, kvasiniek a plesní.
Ak je to možné, výrobky sa sterilizujú v konečnom balení (konečná sterilizácia).
V prípadoch, keď nie je možná terminálna sterilizácia, sa používa metóda membránovej filtrácie alebo výroba liečiv za aseptických podmienok bez následnej sterilizácie konečného produktu. Dodatočne je možné vykonať spracovanie predmetu (napr. sterilizáciu gama žiarením) vo finálnom obale. Vo všetkých prípadoch musia obaly a uzávery zabezpečiť sterilitu lieku počas celej doby použiteľnosti.
ÚROVEŇ ZABEZPEČENIA STERILITY
Pre metódy opísané nižšie sa v prípade potreby uvádza úroveň zabezpečenia sterility (SAL).
Úroveň zabezpečenia sterilizácie sterilizačného procesu je stupeň zabezpečenia, s ktorým proces zabezpečuje sterilitu všetkých položiek v dávke. Pre daný proces je úroveň zabezpečenia sterility definovaná ako pravdepodobnosť prítomnosti nesterilnej položky v dávke. Napríklad SRL 10 −6 znamená, že v sterilizovanej dávke 10 6 hotového produktu existuje pravdepodobnosť maximálne jedného životaschopného mikroorganizmu. Úroveň zabezpečenia sterility procesu sterilizácie pre konkrétny produkt sa stanoví počas procesu validácie.
METÓDY A PODMIENKY STERILIZÁCIE
Sterilizácia sa môže uskutočniť jedným z nasledujúcich spôsobov alebo ich kombináciou.
- Tepelné metódy:
- nasýtená para pod tlakom (autoklávovanie);
- horúci vzduch (vzduchová sterilizácia).
- Chemické metódy:
- plyny;
- antiseptické roztoky.
- Sterilizácia filtráciou (cez filtre s požadovanou veľkosťou pórov).
- Metóda radiačnej sterilizácie.
Použitie modifikácie alebo kombinácie týchto metód je povolené za predpokladu, že zvolený sterilizačný proces je validovaný, aby sa zabezpečila tak účinnosť procesu, ako aj integrita produktu, balenia a uzáverov.
Pre všetky metódy sterilizácie, vrátane použitia štandardných podmienok, na potvrdenie, že sú splnené nevyhnutné podmienky sterilizácie pre celú šaržu produktu, sa počas sterilizačného procesu v kritických fázach výroby vykonáva monitorovanie.
Tepelná sterilizácia
Sterilizácia nasýtenou parou pod tlakom (autoklávovanie)
Sterilizácia nasýtenou parou sa vykonáva pri teplote
120 - 122 °C pri tlaku 120 kPa a pri teplote 130 - 132 °C pri tlaku 200 kPa. Táto metóda sa najčastejšie používa pre vodné roztoky a iné kvapalné liekové formy v hermeticky uzavretých, vopred sterilizovaných liekovkách, ampulkách alebo iných typoch obalov. Sterilizácia sa vykonáva v parných sterilizátoroch (autoklávoch). Štandardné podmienky sú zahrievanie pri teplote 120 - 122 °C počas 8-15 minút. Čas sterilizácie závisí od fyzikálno-chemických vlastností a objemu produktu, ako aj od použitého zariadenia (tabuľka 1).
Tabuľka 1 - Časy sterilizácie pre rôzne objemy roztoku
Tuky a oleje sterilizujeme pri teplote 120 - 122 °C 2 hodiny.
Výrobky zo skla, porcelánu, kovu, obväzy a pomocné materiály, v prípade potreby sanitárne technologické odevy, sa sterilizujú pri teplote 120 - 122 °C - 45 minút pri
130 - 132 ° С - 20 minút. Na sterilizáciu gumených výrobkov použite prvý z týchto režimov.
Iné kombinácie času a teploty sú povolené, ak sa predtým dokázalo, že zvolený režim sterilizácie poskytuje potrebnú a reprodukovateľnú úroveň usmrtenia mikroorganizmov. Použité postupy by mali zabezpečiť úroveň sterility maximálne 10-6.
Autokláv sa naplní tak, aby sa zabezpečila rovnomernosť teploty počas celej náplne. Počas procesu autoklávovania by sa mali zaznamenávať podmienky sterilizačného procesu (teplota, tlak a čas). Teplota sa zvyčajne meria pomocou termočlánkov umiestnených v kontrolných obaloch spolu s dodatočnými termočlánkami umiestnenými na najchladnejších miestach sterilizačnej komory, ktoré sú nainštalované vopred. Podmienky každého sterilizačného cyklu sa zaznamenávajú napríklad vo forme teplotno-časového diagramu alebo iným vhodným spôsobom.
Na posúdenie účinnosti každého sterilizačného cyklu je možné použiť chemické (termo-temporálne) aj biologické indikátory.
Sterilizácia horúcim vzduchom (sterilizácia vzduchom)
Pre túto metódu tepelnej sterilizácie sú štandardnými podmienkami zahrievanie pri teplote najmenej 160 °C počas najmenej
2 hodiny
Na sterilizáciu žiaruvzdorných práškových látok (chlorid sodný, oxid zinočnatý, mastenec, biely íl a pod.) alebo minerálnych a rastlinných olejov, tukov, lanolínu, vazelíny, vosku atď. sa teplota a doba sterilizácie nastavuje v závislosti na hmotnosti vzorky (tabuľka 2 a 3).
Tabuľka 2 - Podmienky sterilizácie pre žiaruvzdorné prášky
Tabuľka 3 - Podmienky sterilizácie pre minerálne a rastlinné oleje, tuky, lanolín, vazelínu, vosk atď.
Výrobky zo skla, kovu, porcelánu, sterilizačné filtračné jednotky s filtrami a zberače filtrátu sa sterilizujú pri teplote 180 °C 60 minút, alebo pri teplote 160 °C 2,5 hodiny.
Na sterilizáciu a depyrogenizáciu sklenených obalov sa bežne používa vzduchová sterilizácia nad 220°C. V tomto prípade by sa namiesto používania biologických indikátorov malo preukázať zníženie množstva tepelne odolných endotoxínov o 3 rády.
Kombinácie času a teploty sa môžu použiť, ak sa predtým dokázalo, že zvolený režim sterilizácie poskytuje potrebnú a reprodukovateľnú úroveň usmrtenia mikroorganizmov. Použité postupy by mali zabezpečiť úroveň sterility maximálne 10-6.
Sterilizácia vzduchom sa vykonáva v špeciálnej suchej skrini s núteným obehom sterilného vzduchu alebo na inom zariadení špeciálne určenom na tento účel. Sterilizačná skriňa sa naplní tak, aby bola zabezpečená rovnomernosť teploty počas celej náplne. Teplota v sterilizačnej skrini sa zvyčajne meria pomocou termočlánkov umiestnených v kontrolných obaloch spolu s prídavnými termočlánkami umiestnenými na najchladnejších miestach sterilizačnej skrine, ktoré sú nainštalované vopred. Počas každého sterilizačného cyklu sa zaznamenáva teplota a čas. Na posúdenie účinnosti každého sterilizačného cyklu je možné použiť chemické (termo-temporálne) aj biologické indikátory.
Chemická sterilizácia
Chemická sterilizácia sa vykonáva plynom alebo roztokmi.
Sterilizácia plynom
Sterilizácia plynom sa používa iba vtedy, ak nemožno použiť iné metódy. Pri tomto spôsobe sterilizácie musí byť zabezpečený prienik plynu a vlhkosti do sterilizovaného produktu, ako aj následné odplynenie a odstránenie produktov jeho rozkladu v sterilizovanom produkte na úroveň, ktorá nespôsobuje toxický účinok pri použití lieku. .
Sterilizácia plynom sa vykonáva v plynových sterilizátoroch alebo mikroaerostatoch (prenosných prístrojoch) vybavených prívodom plynu a poststerilizačným odplyňovacím systémom. Ako plyn sa zvyčajne používa etylénoxid. Vzhľadom na vysoké nebezpečenstvo požiaru je možné ho miešať s akýmkoľvek inertným plynom.
Sterilizácia plynom sa vykonáva v nasledujúcich režimoch:
- - etylénoxid: sterilizačná dávka 1200 mg / dm 3, teplota nie nižšia ako
18 °C, relatívna vlhkosť 80 %, výdrž - 16 hodín (prenosné zariadenie); - - zmes etylénoxidu a metylbromidu (1:2,5):
a) sterilizačná dávka 2000 mg / dm 3, teplota 55 °C, relatívna vlhkosť 80 %, doba expozície 4 hodiny;
b) sterilizačná dávka 2000 mg/dm 3 , teplota najmenej 18 °C, relatívna vlhkosť 80 %, doba expozície 16 hodín.
Je povolené používať iné overené režimy sterilizácie plynom, ktoré zaisťujú sterilitu a bezpečnosť objektu.
Etylénoxid môže byť mutagénny a toxický, najmä ak sa používajú materiály obsahujúce chloridové ióny. Vzhľadom na toxicitu etylénoxidu a metylbromidu je používanie produktov sterilizovaných týmito plynmi povolené až po ich odplynení, t.j. vystavení vo vetranej miestnosti prípustným zvyškovým množstvám uvedeným v regulačnej dokumentácii.
Podmienky odplynenia závisia od účelu, spôsobu aplikácie, rozmerov výrobku, materiálu výrobku a balenia a sú uvedené v regulačnej a technickej dokumentácii k výrobku.
Ak je to možné, počas procesu sterilizácie sa zaznamenávajú tieto ukazovatele: koncentrácia plynu, relatívna vlhkosť, teplota a čas sterilizácie. Merania sa vykonávajú v tých oblastiach, kde sa podmienky sterilizácie dosahujú najhoršie, čo sa stanoví počas procesu validácie.
Sterilizované výrobky sa balia do vrecúšok z polyetylénovej fólie s hrúbkou 0,06 až 0,20 mm, pergamenu a pod. Metóda sa odporúča pre výrobky z gumy, polymérnych materiálov, skla, kovu.
Účinnosť procesu sterilizácie plynom sa kontroluje pri každej náplni pomocou biologických indikátorov.
Pred uvoľnením každej šarže sa na určitom počte vzoriek kontroluje sterilita.
Chemická sterilizácia roztokmi
Chemická sterilizácia sa vykonáva antiseptickými roztokmi (peroxid vodíka a perkyselina). Účinnosť sterilizácie antiseptickými roztokmi závisí od koncentrácie účinnej látky, času sterilizácie a teploty sterilizačného roztoku.
Pri sterilizácii 6% roztokom peroxidu vodíka musí byť teplota sterilizačného roztoku najmenej 18 °C, doba sterilizácie je 6 hodín; pri teplote 50 °C - 3 hodiny.
Pri sterilizácii 1% roztokom deoxónu-1 (kyselinou peroctovou) musí byť teplota sterilizačného roztoku minimálne 18°C, doba sterilizácie je 45 minút.
Chemická sterilizácia antiseptickými roztokmi sa vykonáva v uzavretých nádobách zo skla, plastu alebo nádobách pokrytých neporušenou sklovinou, pričom výrobok je počas sterilizácie úplne ponorený v roztoku. Potom sa produkt premyje sterilnou vodou za aseptických podmienok.
Metóda sterilizácie antiseptickými roztokmi sa používa pre výrobky vyrobené z polymérnych materiálov, gumy, skla, kovov odolných voči korózii.
Sterilizácia filtráciou
Niektoré aktívne zložky a liečivé produkty, ktoré nie je možné terminálne sterilizovať žiadnou z vyššie opísaných metód, možno sterilizovať pomocou membránových filtrov. Takéto výrobky vyžadujú osobitné opatrenia. Výrobný proces a pracovné prostredie by mali zabezpečiť, aby sa riziko mikrobiálnej kontaminácie udržalo na minime a mali by sa pravidelne monitorovať. Vybavenie, obaly, uzávery a tam, kde je to možné, zložky by mali byť vhodne sterilizované. Bezprostredne pred plnením balenia sa odporúča vykonať filtráciu. Operácie nasledujúce po filtrácii sa uskutočňujú za aseptických podmienok.
Predfiltrácia sa uskutočňuje cez membránové filtre s veľkosťou pórov nie väčšou ako 0,45 μm. Potom roztoky prechádzajú cez membránové filtre s nominálnou veľkosťou pórov nie väčšou ako 0,22 mikrónu, ktoré sú schopné zadržať aspoň 107 mikroorganizmov Pseudomonas diminuta na štvorcový centimeter povrchu. Môžu sa použiť aj iné typy filtrov, ktoré poskytujú rovnakú filtračnú účinnosť.
Vhodnosť membránových filtrov sa zisťuje mikrobiologickým testovaním s použitím vhodných mikroorganizmov, napr. Pseudomonas diminuta(ATCC 19146, NCIMB 11091 alebo CIP 103020). Odporúča sa použiť aspoň 10 7 CFU/cm 2 aktívneho povrchu filtra. Suspenziu mikroorganizmov je potrebné pripraviť v tryptónovo-sójovom bujóne, ktorý sa po prechode filtrom asepticky zachytí a inkubuje za aeróbnych podmienok pri teplote neprevyšujúcej 32 °C.
Úroveň filtrácie je definovaná ako hodnota logaritmu zníženia (LDR) mikrobiálnej kontaminácie. Napríklad, ak sa počas filtrácie cez membránový filter s veľkosťou pórov 0,22 µm zadrží 107 mikroorganizmov, VLS je najmenej 7.
Je potrebné zvážiť úroveň mikrobiálnej kontaminácie pred filtráciou, priepustnosť filtra, veľkosť šarže produktu, trvanie filtrácie a zabrániť kontaminácii produktu mikroorganizmami z filtra. Doba používania filtra by nemala presiahnuť čas stanovený počas validácie tohto filtra v kombinácii s konkrétnym filtrovaným produktom. Nepoužívajte opakovane membránové filtre.
Neporušenosť membránového filtra pripraveného na použitie sa kontroluje pred a po filtrácii skúškami zodpovedajúcimi typu filtra a štádiu overovania, napríklad skúškou nasýtenia („bod bubliny“) metódou difúzneho toku alebo udržiavacieho tlaku. .
Z dôvodu väčšieho potenciálneho rizika spojeného s filtračnou sterilizáciou v porovnaní s inými sterilizačnými metódami sa odporúča predfiltrácia cez membránové filtre v prípadoch, keď nízke úrovne mikrobiálnej kontaminácie nemožno dosiahnuť inými prostriedkami.
Príjem liekov v aseptických podmienkachbez následnej sterilizácie konečného produktu
Cieľom získania liečivých produktov za aseptických podmienok bez následnej sterilizácie konečného produktu je zachovanie sterility liečiva pomocou zložiek, z ktorých každá bola predtým sterilizovaná jednou z vyššie opísaných metód. To sa dosiahne vykonávaním procesu v miestnostiach určitej triedy čistoty, ako aj použitím podmienok a zariadení, ktoré zabezpečujú sterilitu.
Za aseptických podmienok je možné vykonať nasledovné: proces plnenia obalu, uzáver, aseptické miešanie zložiek, po ktorom nasleduje aseptické plnenie a uzáver. Aby sa zachovala sterilita zložiek a hotového výrobku počas výrobného procesu, osobitná pozornosť by sa mala venovať:
- – stav výrobného prostredia;
- – personál;
- – kritické povrchy;
- – sterilizácia obalov a uzáverov a postupy prenosu;
- - maximálny povolený čas skladovania produktu do naplnenia konečného obalu.
Validácia procesu zahŕňa správne overenie všetkých vyššie uvedených skutočností, ako aj systematické kontroly pomocou simulačných testov s použitím kultivačných médií, ktoré sa inkubujú a skúmajú na mikrobiálnu kontamináciu (testy plnenia média). Pred uvoľnením každej šarže filtrom sterilizovaného a/alebo asepticky vyrobeného produktu by sa malo vykonať testovanie sterility na príslušnom počte vzoriek.
Metóda radiačnej sterilizácie
Metóda radiačnej sterilizácie sa vykonáva ožiarením produktu ionizujúcim žiarením. Túto metódu je možné použiť na sterilizáciu liečivých rastlinných surovín, liečivých rastlín, liečivých rastlín atď.
γ-žiarenie, ktorého zdrojom môže byť buď rádioizotopový prvok (napríklad kobalt-60) alebo elektrónový lúč dodávaný vhodným urýchľovačom elektrónov.
Pri tomto spôsobe sterilizácie sa absorpčná dávka nastavuje od
10 až 50 kGy. Iné dávky sa môžu použiť, ak sa predtým dokázalo, že zvolený režim poskytuje potrebnú a reprodukovateľnú úroveň letality mikroorganizmov. Použité postupy a bezpečnostné opatrenia by mali zabezpečiť úroveň sterility maximálne 10-6.
Výhodou radiačnej sterilizácie je jej nízka reaktivita a ľahko kontrolovateľná dávka žiarenia, ktorú možno presne zmerať. Radiačná sterilizácia prebieha pri minimálnej teplote, avšak pri použití určitých typov sklenených a plastových obalov môžu existovať obmedzenia.
Počas procesu sterilizácie žiarením by sa žiarenie absorbované hotovým liekom malo neustále monitorovať pomocou zavedených dozimetrických metód bez ohľadu na dávku. Dozimetre sa kalibrujú voči štandardnému zdroju v referenčnom radiačnom zariadení po prijatí od dodávateľa a potom v intervaloch nepresahujúcich jeden rok.
Ak sa poskytuje biologické hodnotenie, vykonáva sa pomocou biologických ukazovateľov.
BIOLOGICKÉ UKAZOVATELE STERILIZÁCIE
Biologické indikátory sú štandardizované prípravky určitých mikroorganizmov používané na hodnotenie účinnosti sterilizačného procesu.
Biologickým indikátorom sú zvyčajne spóry baktérií aplikované na inertný nosič, ako je prúžok filtračného papiera, sklenená platňa alebo plastová trubica. Naočkovaný nosič sa izoluje tak, aby sa zabránilo jeho poškodeniu alebo kontaminácii a zároveň sa zabezpečil kontakt sterilizačného prostriedku s mikroorganizmami. Suspenzie spór môžu byť v hermeticky uzavretých ampulkách.
Biologické ukazovatele sa pripravujú tak, aby bola za určitých podmienok zabezpečená ich bezpečnosť; musia mať dátum spotreby.
Rovnaké kmene baktérií, ktoré sa používajú pri výrobe biologických indikátorov, možno naočkovať priamo do tekutého produktu, ktorý sa má sterilizovať, alebo do tekutého produktu podobného tomu, ktorý sa má sterilizovať. V tomto prípade sa musí preukázať, že tekutý produkt nemá inhibičný účinok na spóry, najmä na ich klíčenie.
Pre biologický indikátor sú uvedené tieto charakteristiky: typ baktérií použitých ako referenčné mikroorganizmy; číslo kmeňa v pôvodnej kolekcii; počet životaschopných spór na nosič; hodnotu D.
Hodnota D– hodnota sterilizačného parametra (trvanie alebo absorbovaná dávka), ktorá znižuje počet životaschopných mikroorganizmov na 10 % ich pôvodného počtu. Táto hodnota má zmysel pre dobre definované podmienky experimentálnej sterilizácie. Biologický indikátor musí obsahovať len špecifikované mikroorganizmy. Použitie biologických indikátorov obsahujúcich viac ako jeden typ baktérií na jednom nosiči je povolené. Musia sa poskytnúť informácie o kultivačnom médiu a podmienkach inkubácie.
Odporúča sa umiestniť indikátory do oblastí, ktoré sú najmenej prístupné sterilizačnému prostriedku, určené skôr empiricky alebo na základe predbežných fyzikálnych meraní. Po vystavení pôsobeniu sterilizačného činidla sa nosič spór prenesie do živného média za aseptických podmienok.
Je povolené používať biologické indikátory priemyselnej výroby v uzavretých ampulkách so živným médiom, umiestnených priamo v obale chrániacim naočkovaný nosič.
Výber referenčných mikroorganizmov pre biologické ukazovatele sa vykonáva s prihliadnutím na tieto požiadavky:
- - odolnosť testovaného kmeňa voči konkrétnej sterilizačnej metóde by mala byť vyššia ako odolnosť všetkých patogénnych mikroorganizmov a iných mikroorganizmov kontaminujúcich produkt;
- - testovaný kmeň musí byť nepatogénny;
- – testovaný kmeň by sa mal dať ľahko kultivovať.
Ak sa po inkubácii pozoruje rast referenčných mikroorganizmov, znamená to neuspokojivý proces sterilizácie.
Vlastnosti použitia biologických indikátorov sterilizácie
Sterilizácia nasýtenou parou pod tlakom
Biologické indikátory na monitorovanie sterilizácie stlačenou nasýtenou parou sa odporúčajú na použitie pri validácii sterilizačných cyklov. Odporúča sa použiť bacil stearothermophilus(napríklad ATCC 7953, NCTC 10007, NCIMB 8157 alebo CIP 52.81). Počet životaschopných spór musí presiahnuť 5 x 105 na nosič. Hodnota D pri teplote 121 ° C by mala byť viac ako 1,5 minúty. Keď sa biologický indikátor ošetrí parou pri teplote (121 ± 1) °C pod tlakom 120 kPa počas 6 minút, malo by sa pozorovať zachovanie životaschopných spór a ošetrenie pri rovnakej teplote počas 15 minút by malo viesť k úplná smrť referenčných mikroorganizmov.
Sterilizácia vzduchom
Odporúča sa na prípravu biologických indikátorov bacil subtilis(Napríklad, var. Niger ATCC 9372, NCIMB 8058 alebo CIP 77.18). Počet životaschopných spór musí presiahnuť 1 ∙ 10 5 na nosič, hodnotu D pri teplote 160 °C je 1 - 3 min. Horúci vzduch s teplotou nad 220 °C sa často používa na sterilizáciu a depyrogenizáciu sklenených zariadení. V tomto prípade môže ako náhrada biologických ukazovateľov slúžiť zníženie množstva tepelne odolných bakteriálnych endotoxínov o 3 rády.
Radiačná sterilizácia
Biologické indikátory je možné použiť na sledovanie aktuálnych operácií ako dodatočné hodnotenie účinnosti danej dávky žiarenia, najmä v prípade sterilizácie urýchlenými elektrónmi. Odporúčajú sa spory bacil pumilus(napríklad ATCC 27.142, NCTC 10327, NCIMB 10692 alebo CIP 77.25). Počet životaschopných spór musí presiahnuť 1 ∙ 10 7 na nosič. Hodnota D by mala byť vyššia ako 1,9 kGy. Je potrebné overiť, že po ožiarení biologického indikátora dávkou 25 kGy (minimálna absorbovaná dávka) nie je pozorovaný rast referenčných mikroorganizmov.
Sterilizácia plynom
Používanie biologických indikátorov je nevyhnutné pri všetkých postupoch sterilizácie plynom, a to ako na validáciu cyklu, tak aj na bežné operácie. Odporúča sa použiť spóry bacil subtilis(Napríklad, var. Niger ATCC 9372, NCIMB 8058 alebo CIP 77.18) pri použití etylénoxidu. Počet životaschopných spór musí presiahnuť 5 x 105 na nosič. Parametre stability sú nasledovné: D je viac ako 2,5 minúty pre test cyklu pri 600 mg/l etylénoxidu, 54 °C a 60 % relatívnej vlhkosti. Treba overiť, že po 60-minútovom sterilizačnom cykle so špecifikovanými parametrami nie je pozorovaný rast referenčných mikroorganizmov, kým po 15-minútovom sterilizačnom cykle pri nižšej teplote (600 mg/l, 30 °C, 60 % vlhkosť ), životaschopnosť spór je zachovaná.
Biologický indikátor by mal byť schopný odhaliť nedostatočnú vlhkosť v sterilizátore a produkte: pri vystavení etylénoxidu v koncentrácii 600 mg/l pri teplote 54 °C počas 60 minút bez vlhkosti by mala byť zachovaná životaschopnosť spór .
MINISTERSTVO ŠKOLSTVA A VEDY
BALTSKÁ FEDERÁLNA UNIVERZITA
POMENOVANÉ PO IMANUELOVI KANTOVI
BIOEKOLOGICKÁ FAKULTA
METÓDY STERILIZÁCIE
žiaci 2. ročníka
denné vzdelávanie
Pankina A. N.,
Voloshina A. Yu.
Kaliningrad
Úvod………………………………………………………………………………………..3
Metódy sterilizácie……………………………………………………………….………4
1 Metódy fyzickej sterilizácie……………………………………………….….5
1.1 Zapaľovanie…………………………………………………………....……..5
1.2 Sterilizácia suchým teplom……………………………….……..5
1.3 Sterilizácia vlhkým teplom………………………………………………..5
1.4 Varenie………………………………………………………………………....5
1.5 Sterilizácia parou………………………………………………....6
1.6 Autoklávovanie………………………………………………………...6
1.7 Frakčná sterilizácia………………………………………………………....7
1.8 Pasterizácia…………………………………………………………....7
1.9 Tyndalizácia…………………………………………………………………………..7
2 Metódy chemickej sterilizácie……………………………….………………….8
2.1 Kvapalná metóda……………………………………….………………….8
2.2 Plynová metóda……………………………………………….………………….8
2.3 Plazma………………………………………………………….…….9
3 Sterilizácia ionizujúcim žiarením…………………………………………9
3.1 Spôsob vyžarovania……………………………………………….…………..10
3.2 Ultrafialové žiarenie………………………………………………...10
Úvod
Sterilizácia je úplné uvoľnenie akejkoľvek položky zo všetkých typov mikroorganizmov, vrátane baktérií a ich spór, húb, viriónov, ako aj z priónového proteínu nachádzajúcich sa na povrchoch, zariadeniach, potravinách a liekoch. Vykonáva sa tepelnými, chemickými, radiačnými, filtračnými metódami.
Kroky sterilizácie:
dezinfekcia;
predsterilizačné čistenie (PSO);
sterilizácia.
Spôsoby sterilizácie
1 Fyzikálne metódy sterilizácie
Medzi fyzikálne metódy sterilizácie patrí pôsobenie vysokej teploty na sterilizované predmety (tepelná sterilizácia), ako aj vystavenie ultrafialovému žiareniu, vysokofrekvenčným prúdom, ultrazvukovým vibráciám, rádioaktívnemu žiareniu, infračerveným lúčom atď.
V lekárenskej praxi sa na sterilizáciu riadu a liekov používajú iba metódy založené na vystavení vysokým teplotám. Ultrafialové ožarovanie sa používa najmä na dezinfekciu vzduchu priestorov lekárne, nádob a receptov vstupujúcich do lekárne.
Použitie vysokej teploty na sterilizáciu je založené na nevratnej koagulácii protoplazmy, jej pyrogenetickej deštrukcii a poškodení enzýmových systémov mikrobiálnej bunky. Teplota a trvanie zahrievania potrebné na dosiahnutie sterility sa môžu líšiť v závislosti od typu mikroflóry a iných podmienok.
Väčšina patogénov zahynie pri teplote asi 60 °C, ale ich spóry znesú oveľa vyššie teploty. Prúdiaca para a vriaca voda zabíjajú mikroorganizmy oveľa rýchlejšie, no mnohé spóry v týchto podmienkach prežívajú niekoľko hodín (najmä vo viskóznych médiách). Čistá vodná para je silnejšia ako po zmiešaní so vzduchom.
Stlačená para (pri teplotách nad 100°C) rýchlejšie zabíja mikroorganizmy. Suchý horúci vzduch zabíja baktérie a ich spóry pri vyššej teplote ako para. Výber metódy závisí od vlastností predmetu, ktorý sa má sterilizovať. Pri výbere spôsobu sterilizácie sa snažia o úplnú likvidáciu živej mikroflóry a spór pri súčasnom zachovaní liečivej látky v nezmenenej podobe.
Kalcinácia
Zapaľovanie je jedným z najspoľahlivejších typov sterilizácie. Vykonáva sa v muflových alebo téglikových peciach zahriatím predmetu na 500-800 ° alebo kalcináciou na holom ohni. Používa sa na sterilizáciu platinových injekčných ihiel, porcelánových filtrov a iných porcelánových predmetov. Neodporúča sa sterilizovať oceľové predmety týmto spôsobom, pretože hrdzavejú a strácajú tvrdnutie.
Sterilizácia suchým teplom
Predmet, ktorý sa má sterilizovať, sa zahrieva v peci pri teplote 180 °C 20-40 minút alebo pri 200 °C 10-20 minút. Suché teplo sterilizuje sklenený a porcelánový riad, tuky, vazelínu, glycerín, žiaruvzdorné prášky (kaolín, streptocid, mastenec, síran vápenatý, oxid zinočnatý atď.).
Nie je možné sterilizovať vodné roztoky v bankách v sušiarňach, pretože voda sa pri vysokých teplotách mení na paru a banka sa môže roztrhnúť.
Sterilizácia vlhkým teplom
Pri použití tohto spôsobu sterilizácie sa spájajú účinky vysokej teploty a vlhkosti. Ak suché teplo spôsobuje hlavne pyrogenetickú deštrukciu mikroorganizmov, potom vlhké teplo spôsobuje zrážanie bielkovín, čo si vyžaduje účasť vody.
V praxi sa sterilizácia vlhkým teplom uskutočňuje pri teplote 50 - 150 ° a uskutočňuje sa nasledujúcimi spôsobmi.
Vriaci
Táto metóda sterilizuje gumené predmety, chirurgické nástroje, sklo. Na sterilizáciu injekčných roztokov sa neodporúča používať varenie, pretože je z hľadiska účinnosti výrazne horšie ako sterilizácia parou.
Sterilizácia parou
Kvapalina sa nazýva nasýtená vodná para (bez prímesí vzduchu) s tlakom 760 mm Hg. čl. a teplotou 100°. Sterilizácia prúdiacou parou sa vykonáva v parnom sterilizátore alebo autokláve pri 100°C počas 15-60 minút v závislosti od objemu roztoku. Toto je jedna z bežných metód sterilizácie injekčných roztokov v lekárňach.
Autoklávovanie
Sterilizácia parou pod tlakom (autoklávovanie). Vykonáva sa v autoklávoch rôznych prevedení. Autokláv je hermeticky uzavretá nádoba pozostávajúca z hrubostennej sterilizačnej komory a plášťa. Autokláv má bezpečnostný ventil, ktorý umožňuje únik pary pri nadmernom tlaku, a manometer. Každý autokláv musí mať pokyny na jeho obsluhu a údržbu, ako aj pas dohľadu nad kotlom.
Predmet, ktorý sa má sterilizovať, sa umiestni do parnej komory. Vodná komora je vystavená ohrevu. Najprv sa autokláv ohrieva pri otvorenom kohútiku, kým para neprúdi silným súvislým prúdom a nevytlačí vzduch v autokláve, čím sa výrazne zníži tepelná vodivosť vodnej pary (pri obsahu 5 % vzduchu vo vodnej pare klesá o 50 %).
Počas ohrevu autoklávu po uzavretí ventilu je potrebné monitorovať tlak, paralelne so zvyšovaním ktorého sa zvyšuje teplota pary.
Autoklávovanie je najspoľahlivejšou metódou sterilizácie. Sterilizácia v autokláve sa zvyčajne vykonáva pri teplote 119 až 121 °C počas 5 až 30 minút, v závislosti od objemu roztoku. To zaručuje dostatočne úplnú sterilizáciu bez ohľadu na typ mikroorganizmu. Sterilizuje sa tak riad, papierové a sklenené filtre, nástroje, vodné roztoky liečivých látok odolných voči vysokej teplote a obväzy.
Frakčná sterilizácia
Pri frakčnej sterilizácii sa predmet (zvyčajne vodný roztok) zahrieva tekutou parou pri 100 °C počas 30 minút, potom sa roztok udržiava pri izbovej teplote počas 24 hodín a potom sa opäť sterilizuje za rovnakých podmienok (30 minút pri 100 °C). Opísaný cyklus sa opakuje 3-5 krát. Pri prvom zahriatí odumierajú vegetatívne formy mikroorganizmov, pri ďalšom zahriatí novovzniknuté vegetatívne formy. Vzhľadom na trvanie sa táto metóda v lekárňach používa zriedka.
Pasterizácia
Jednorazové zahriatie objektu pri teplote 60° po dobu 1 hodiny alebo pri teplote 70-80° po dobu 30 minút. Umožňuje ničiť vegetatívne formy mikróbov (okrem termofilných), ale nie spóry.
Tyndalizácia
Tindalizácia (frakčná pasterizácia). Pri tyndalizácii sa objekt vyhrieva na teplotu 60-65° denne 1 hodinu po dobu 5 dní alebo na 70-80° po dobu 3 dní. Ide o spoľahlivý a šetrný spôsob sterilizácie termolabilných liečivých látok. Pre svoju dobu trvania sa však do lekární veľmi nehodí a v tých druhých sa takmer vôbec nepoužíva.
Chemické metódy sterilizácie
tekutá metóda
Pomocou tekutej sterilizácie sa spracovávajú produkty vyrobené z materiálov citlivých na teplo. Spracovanie sa vykonáva pomocou špeciálnych chemických roztokov pomocou kamier.
Sú to nerezová nádoba s vekom a perforovanou poličkou. Nástroje sa spracovávajú pôsobením špeciálneho roztoku, ktorý sa v prípade potreby môže zahriať.
Takéto komory môžu byť tiež použité na skladovanie a prepravu nástrojov.
plynová metóda
Sterilizácia plynom sa vykonáva etylénoxidovými a formaldehydovými metódami. Na to sa používajú špeciálne stacionárne inštalácie.
Metóda etylénoxidu je vhodná na spracovanie plastových a polymérových výrobkov, optiky. Vykonáva sa pomocou špeciálnej plynovej komory. Z komory sa evakuuje vzduch a predmety v nej umiestnené sú ošetrené plynom.
Formaldehydová metóda je vhodnejšia na dezinfekciu, pretože formaldehyd má nízke penetračné vlastnosti. Okrem toho by teplota v spracovacej komore mala dosiahnuť 80 °C.
Hlavnou výhodou metód sterilizácie plynom je nízkoteplotný režim procesu, ktorý umožňuje spracovávať nástroje, ktoré neumožňujú vystavenie vysokej teplote a vlhkosti.
Plynové sterilizátory sú vybavené systémom využitia plynu, vďaka čomu sú neškodné pre človeka aj pre životné prostredie. Zariadenie je vybavené vstavanými prevzdušňovačmi. Sterilizačný prostriedok je vo vymeniteľných zapečatených kartušiach, ktoré sa otvárajú až po úplnom utesnení zariadenia.
Plazma
Metóda plazmovej sterilizácie je najmodernejšia a najpraktickejšia metóda, ktorá umožňuje spracovávať akékoľvek medicínske produkty a prístroje citlivé na vlhkosť a teplotu. Táto metóda je založená na vytvorení biocídneho prostredia pomocou nízkoteplotnej plazmy a vodného roztoku peroxidu vodíka.
Pri použití plazmovej metódy sa ničia všetky druhy mikroorganizmov v akejkoľvek forme, nevzniká toxický odpad.
Spracovanie v plazmovom sterilizátore je suchý proces, prebieha pri teplotách do 60°C a trvá od 35 minút.
Táto metóda nachádza najširšie uplatnenie pri spracovaní optických systémov, produktov vyrobených z polymérnych materiálov, elektrických prístrojov a káblov, endoskopov a príbuzných prístrojov, senzorov, implantátov a iných produktov.
Plazmová metóda je dnes jednou z najrelevantnejších a najspoľahlivejších metód.
Sterilizácia ionizujúcim žiarením
radiačná metóda
Radiačná metóda alebo radiačná sterilizácia γ-lúčmi sa používa v špeciálnych zariadeniach na jednorazovú priemyselnú sterilizáciu – polymérové striekačky, krvné transfúzne systémy, Petriho misky, pipety a iné krehké a termolabilné produkty.
Ultrafialové žiarenie
Už niekoľko rokov sa vo farmaceutickej technológii na sterilizáciu používa ultrafialové (UV) žiarenie (vlnová dĺžka 253,7 nm). Zdroje UV žiarenia - ortuťové kremenné výbojky. Ich silné bakteriostatické pôsobenie je založené na koincidencii emisného spektra lampy a absorpčného spektra DNA mikroorganizmov, ktoré môžu byť príčinou ich smrti pri dlhšom vystavení žiareniu kremennej lampy. Pri nedostatočne silnom pôsobení UV žiarenia v prokaryotickej bunke sa aktivujú procesy opravy svetla a tmy a bunka sa môže zotaviť. Metóda sa používa na sterilizáciu prívodu a odsávania vzduchu, zariadení v bixoch, ako aj na sterilizáciu destilovanej vody.
Varenie je sterilizačná metóda, ktorá zaručuje sterilizáciu za predpokladu, že v sterilizovanom materiáli nie sú žiadne spóry. Používajú sa na spracovanie injekčných striekačiek nástrojov, skleneného a kovového náčinia, gumených hadičiek atď.
Sterilizácia varom sa zvyčajne vykonáva v sterilizátore - obdĺžnikovej kovovej krabici s tesne priliehajúcim vekom. Materiál určený na sterilizáciu sa umiestni na sieťku v sterilizátore a naplní sa vodou. Na zvýšenie bodu varu a odstránenie tvrdosti vody pridajte 1-2% hydrogénuhličitanu sodného (lepšie je použiť destilovanú vodu). Sterilizátor sa uzatvorí vekom a zohreje sa.Za začiatok sterilizácie sa považuje okamih varu vody, doba varu je 15-30 minút. Na konci sterilizácie sa sieťka s nástrojmi vyberie za bočné rukoväte so špeciálnymi háčikmi a nástroje v nej sa odoberú sterilnými pinzetami alebo kliešťami, ktoré sa varia spolu so zvyškom nástrojov.
Sterilizácia parou sa vykonáva dvoma spôsobmi: 1) parou pod tlakom; 2) prúdiaca para.
Sterilizácia tlakom pary vyrobené v autokláve. Tento spôsob sterilizácie je založený na pôsobení nasýtenej vodnej pary na sterilizované materiály pri tlaku nad atmosférickým tlakom. V dôsledku takejto sterilizácie odumierajú vegetatívne aj spórové formy mikroorganizmov počas jediného ošetrenia.
Autokláv (obr. 12) - masívny kotol, z vonkajšej strany zakrytý kovovým plášťom, hermeticky uzavretý vekom, ktorý je pevne priskrutkovaný ku kotlu pomocou sklopných skrutiek. Ďalší, menší priemer, ktorý sa nazýva sterilizačná komora, sa vkladá do vonkajšieho kotla. Do tejto komory sa vkladajú predmety, ktoré sa majú sterilizovať. Medzi oboma kotlami je voľný priestor nazývaný vodno-parná komora. Voda sa naleje do tejto komory cez lievik pripevnený na vonkajšej strane do určitej úrovne, označenej na špeciálnej trubici na meranie vody. Keď sa voda varí v parnej komore, vzniká para. Sterilizačná komora je vybavená výtokovým kohútom s poistným ventilom na únik pary pri zvýšení tlaku nad požadovanú úroveň. Na stanovenie tlaku vytvoreného v sterilizačnej komore sa používa manometer.
Ryža. 12. Schéma autoklávu. M - tlakomer; PC - poistný ventil; B - lievik na vodu; K 2 - kohútik na uvoľnenie vody; K 3 - kohútik na uvoľnenie pary
Normálny atmosférický tlak (760 mm Hg) sa považuje za nulový. Medzi údajmi na tlakomere a teplotou existuje určitý vzťah (tabuľka 2).
Tabuľka 2. Režim prevádzky autoklávu
V súčasnosti sú dostupné autoklávy s automatickým riadením režimu. Okrem bežného tlakomera sú vybavené elektrokontaktným tlakomerom, ktorý zabraňuje zvýšeniu tlaku nad nastavenú hodnotu a tým zabezpečuje stálosť požadovanej teploty v autokláve.
Rôzne živné pôdy (okrem tých, ktoré obsahujú natívne bielkoviny), tekutiny (izotonický roztok chloridu sodného, voda atď.) sa sterilizujú parou pod tlakom; spotrebiče, najmä tie s gumenými časťami.
Teplota a doba autoklávovania živných médií je určená ich zložením, uvedeným v receptúre na prípravu živnej pôdy. Napríklad jednoduché médiá (mäso-peptónový agar, mäsovo-peptónový bujón) sa sterilizujú 20 minút pri 120 °C (1 atm). Pri tejto teplote však nie je možné sterilizovať médiá obsahujúce natívne proteíny, sacharidy a iné látky, ktoré sa ľahko menia zahrievaním. Médiá so sacharidmi sa sterilizujú frakčne pri 100 °C alebo v autokláve pri 112 °C (0,5 atm) počas 10-15 minút. Rôzne tekutiny, zariadenia s gumenými hadicami, zátkami, bakteriálnymi sviečkami a filtrami sa sterilizujú 20 minút pri 120 °C (1 atm).
Pozor! V autoklávoch sa infikovaný materiál tiež neutralizuje. Poháriky a skúmavky obsahujúce kultúry mikroorganizmov sa umiestnia do špeciálnych kovových vedier alebo nádrží s otvormi vo veku na prenikanie pary a sterilizujú sa v autokláve pri 126 ° C (1,5 atm) po dobu 1 hodiny.Nástroje sa po práci sterilizujú rovnakým spôsobom s baktériami, ktoré vyvolávajú kontroverziu.
S autoklávom môžu pracovať iba špeciálne vyškolené osoby, ktoré musia prísne a presne dodržiavať pravidlá uvedené v návode priloženom k zariadeniu.
Autoklávovacia technika. 1. Pred prácou skontrolujte prevádzkyschopnosť všetkých dielov a lapovanie kohútikov.
2. Cez lievik pripevnený na vonkajšej strane kotla sa naleje voda (destilovaná alebo prevarená) až po hornú značku odmerky vody, aby sa nevytvoril vodný kameň. Kohútik pod lievikom je zatvorený.
3. Materiál určený na sterilizáciu sa umiestni na špeciálnu sieťku v sterilizačnej komore. Položky by nemali byť naložené príliš tesne, pretože medzi nimi musí voľne prechádzať para, inak sa nezohrejú na správnu teplotu a môžu zostať nesterilné.
4. Gumové tesnenie na veku je pre lepšie utesnenie pretreté kriedou.
5. Veko je uzavreté a priskrutkované k telu autoklávu a skrutky sú párovo skrútené do kríža.
6. Úplne otvorte výfukový kohút spájajúci sterilizačnú komoru s vonkajším vzduchom a začnite ohrievať autokláv. Autokláv je zvyčajne vyhrievaný plynom alebo elektrinou.
Pri zahrievaní autoklávu voda vrie, vznikajúca para stúpa medzi steny kotlov a špeciálnymi otvormi v stene vnútorného kotla (viď obr. 12), vstupuje do sterilizačnej komory a vystupuje cez otvorený výstupný kohút. Po prvé, para uniká spolu so vzduchom, ktorý bol v autokláve. Je nevyhnutné, aby bol z autoklávu vytlačený všetok vzduch, v opačnom prípade údaj na manometri nebude zodpovedať teplote v autokláve.
Vzhľad nepretržitého silného prúdu pary naznačuje úplné odstránenie vzduchu z autoklávu; potom sa výstupný kohút uzavrie a tlak vo vnútri autoklávu začne postupne stúpať.
7. Za začiatok sterilizácie sa považuje okamih, keď údaje na tlakomere dosiahnu stanovenú hodnotu. Ohrev je regulovaný tak, aby sa tlak v autokláve po určitú dobu nezmenil.
8. Po uplynutí doby sterilizácie sa ohrev autoklávu zastaví, para sa vypustí cez výstupný kohút. Keď ručička tlakomeru klesne na nulu, otvorte veko. Aby ste predišli popáleniu parou zostávajúcou v autokláve, otvorte veko smerom k sebe.
Je možné kontrolovať úroveň teploty v autokláve, teda správnosť tlakomeru. Na tento účel sa používajú rôzne látky, ktoré majú určitú teplotu topenia: antipyrín (113 ° C), rezorcinol a síra (119 ° C), kyselina benzoová (120 ° C). Jedna z týchto látok sa zmieša so zanedbateľným množstvom farbiva (purpurová alebo metylénová modrá) a naleje sa do sklenenej skúmavky, ktorá sa utesní a umiestni vo zvislej polohe medzi materiál určený na sterilizáciu. Ak je teplota dostatočná, látka sa roztopí a zmení sa na farbu zodpovedajúceho farbiva.
Na kontrolu účinnosti sterilizácie sa do autoklávu vloží skúmavka so známou kultúrou spór. Po autoklávovaní sa skúmavka prenesie do termostatu na 24-48 hodín, zaznamená sa neprítomnosť alebo prítomnosť rastu. Neprítomnosť rastu naznačuje správnu činnosť zariadenia.
Sterilizácia parou vyrobené v Kochovom prístroji. Táto metóda sa používa v prípadoch, keď sa predmet, ktorý sa má sterilizovať, mení pri teplote nad 100 °C. Tekutá para sterilizuje živné médiá s obsahom močoviny, sacharidov, mlieka, zemiakov, želatíny a pod.
Kochov prístroj (kotol) je kovový valec obalený zvonku (na zníženie prenosu tepla) plsťou alebo azbestom. Valec je uzavretý kónickým vekom s otvorom na únik pary. Vo vnútri valca je stojan, do ktorého sa nalieva voda. Na stojane je umiestnené vedierko s otvorom, do ktorého sa vkladá materiál určený na sterilizáciu. Kochov prístroj je vykurovaný plynom alebo elektrinou. Čas sterilizácie sa počíta od okamihu prudkého uvoľnenia pary na okrajoch veka a z výstupu pary. Sterilizujte 30-60 minút. Na konci sterilizácie sa ohrev zastaví. Vedro s materiálom sa vyberie z prístroja a nechá sa pri izbovej teplote do nasledujúceho dňa. Zahrievanie sa vykonáva 3 dni v rade pri teplote 100 ° C počas 30-60 minút. Táto metóda sa nazýva frakčná sterilizácia. Pri prvom zahrievaní vegetatívne formy mikróbov odumierajú, zatiaľ čo spórové zostávajú. Počas dňa majú spóry čas vyklíčiť a premeniť sa na vegetatívne formy, ktoré odumrú na druhý deň sterilizácie. Pretože je možné, že niektoré spóry nestihli vyklíčiť, materiál sa uchováva ďalších 24 hodín a potom sa vykoná tretia sterilizácia. Sterilizácia tekutou parou v prístroji Koch nevyžaduje špeciálnu kontrolu, pretože sterilita pripraveného živného média slúži ako indikátor správneho fungovania zariadenia. Parnú sterilizáciu je možné vykonať aj v autokláve s odskrutkovaným vekom a otvoreným výpustným kohútom.
testovacie otázky
1. Aké kultivačné médiá možno sterilizovať parou?
2. Čo je to sterilizátor a ako funguje?
3. Prečo by sa mala na sterilizáciu varom používať destilovaná voda?
4. Popíšte zariadenie a spôsob prevádzky autoklávu.
5. Čo sa sterilizuje v autokláve?
6. Čo kontroluje správnu sterilizáciu v autokláve?
7. Čo je sterilizácia parou?
8. Popíšte zariadenie Kochovho aparátu.
9. Aký je účel frakčnej sterilizácie?
Cvičenie
Vyplňte formulár.
Frakčná sterilizácia môže byť tiež uskutočnená v Kochovom navíjačke.
Koch koagulátor sa používa na koaguláciu živných médií srvátky a vajec a súčasne so zhutňovaním média sa sterilizuje.
Koch navíjačka je plochá kovová krabica s dvojitými stenami, z vonkajšej strany pokrytá tepelne izolačným materiálom. Voda sa naleje do priestoru medzi stenami cez špeciálny otvor umiestnený v hornej časti vonkajšej steny. Otvor je uzavretý zátkou, do ktorej je vložený teplomer. Zatvorte zariadenie dvoma krytmi: skleneným a kovovým. Cez sklenené veko môžete pozorovať proces zrážania. Skúmavky s médiom sú umiestnené na dne navíjačky v naklonenej polohe.
Ohrev navíjačky sa vykonáva pomocou plynu alebo elektriny. Médiá sa sterilizujú raz pri teplote 90 °C počas 1 hodiny alebo frakčne - 3 dni za sebou pri 80 °C počas 1 hodiny.
Tyndalizácia* - frakčná sterilizácia pri nízkych teplotách - používa sa pre látky, ktoré sa ľahko ničia a denaturujú pri teplote 60°C (napríklad bielkovinové tekutiny). Materiál, ktorý sa má sterilizovať, sa zahrieva vo vodnom kúpeli alebo v špeciálnych zariadeniach s termostatmi pri teplote 56-58 ° C počas 5 dní v rade.
* (Metóda sterilizácie je pomenovaná po Tyndallovi, ktorý ju navrhol.)
Pasterizácia- sterilizácia pri 65-70 °C počas 1 hodiny, navrhnutá Pasteurom na ničenie nespórových foriem mikróbov. Pasterizujte mlieko, víno, pivo, ovocné šťavy a iné produkty. Mlieko je pasterizované, aby sa zbavilo kyseliny mliečnej a patogénnych baktérií (Brucella, Mycobacterium tuberculosis, Shigella, Salmonella, Staphylococcus atď.). Pasterizácia piva, ovocných štiav, vína zabíja mikroorganizmy, ktoré spôsobujú rôzne druhy kvasenia. Pasterizované potraviny sa najlepšie uchovávajú v chladničke.
testovacie otázky
1. Aký je účel a zariadenie Kochovej navíjačky?
2. Aké sú spôsoby sterilizácie v navíjačke?
3. Čo je tyndalizácia?
4. Čo je pasterizácia?
HODNOTENIE ÚČINNOSTI PÔSOBENIA ANTISEPTIK A DEZINFEKČNÝCH PROSTRIEDKOV. STANOVENIE CITLIVOSTI BAKTÉRIÍ NA ANTIMIKROBIÁLNE LIEKY
Úvod. Ničenie patogénnych mikróbov pre ľudí je jedným z najdôležitejších problémov pri prevencii a liečbe rôznych chorôb. Na boj proti mikróbom sa používajú metódy asepsie, antiseptiká, dezinfekcia a antimikrobiálna terapia. Každá metóda má svoje špecifické ciele a podmienky aplikácie.
Téma 7.1. METÓDY HODNOTENIA ANTIMIKROBIÁLNEHO ÚČINKU CHEMICKÝCH A FYZIKÁLNYCH FAKTOROV
Úvod.Asepsa - systém opatrení, ktoré zabraňujú zavlečeniu (vniknutiu) mikroorganizmov z prostredia do tkanív alebo dutín ľudského tela pri liečebných a diagnostických manipuláciách, ako aj do materiálu na výskum, do živných médií a kultúr mikroorganizmov v laboratórnych štúdiách . Asepsa zabezpečuje dodržiavanie špeciálnych sanitárnych a hygienických pravidiel a pracovných metód, ako aj špeciálne spracovanie nástrojov, materiálov, rúk zdravotníckych pracovníkov, priestorov atď. za účelom čiastočného (dezinfekcia) alebo úplného (sterilizácia) zničenia mikróbov.
Antiseptiká- komplex terapeutických a preventívnych opatrení zameraných na ničenie mikroorganizmov, ktoré môžu spôsobiť infekčný proces na poškodených miestach kože a slizníc, ich ošetrením mikrobicídnymi látkami - antiseptikami.
Sterilizácia- úplné zničenie mikroorganizmov vrátane vegetatívnych foriem a spór. Existujú 3 hlavné skupiny sterilizačných metód: fyzikálne, mechanické a chemické. Výber metódy použitej na riešenie praktického problému závisí od predmetu, ktorý sa má sterilizovať.
Dezinfekcia- dezinfekcia predmetov životného prostredia. Na rozdiel od sterilizácie má dezinfekcia za následok smrť väčšiny, ale nie všetkých foriem mikróbov, a teda poskytuje iba zníženie mikrobiálnej kontaminácie (kontaminácie), a nie úplnú dekontamináciu objektu. Preto predmety, ktoré boli dezinfikované, nie sú absolútne bezpečné.
▲ Plán
▲ Program
1. Aseptické, antiseptické a dezinfekčné. Antiseptiká a dezinfekčné prostriedky.
2. Antimikrobiálne pôsobenie fyzikálnych a chemických faktorov.
3. Metódy sterilizácie; prístroje používané na sterilizáciu.
4. Metódy sledovania účinnosti sterilizácie, pôsobenia antiseptických a dezinfekčných prostriedkov.
Demonštrácia
1. Prístroj používaný na sterilizáciu: autokláv, pec, filtračný prístroj a prístroj na UV ožarovanie.
ALE Cvičenieštudentov
1. Vezmite do úvahy výsledky experimentov vykonaných s bakteriálnymi testovacími predmetmi na kontrolu účinnosti sterilizácie vykonanej varením a autoklávovaním. Aby som urobil záver.
2. Stanovte antibakteriálny účinok UV žiarenia na stafylokoky a Escherichia coli pomocou hotových plodín.
3. Berte do úvahy výsledky experimentov na stanovenie antimikrobiálneho účinku antiseptických a dezinfekčných látok. Aby som urobil záver.
Smernice
Spôsoby sterilizácie
I. Fyzikálne metódy. Vystavenie vysokým teplotám. Vysoká teplota má mikrobicídny účinok vďaka schopnosti spôsobiť denaturáciu najdôležitejších biopolymérov, predovšetkým bielkovín.
Sterilizácia suchým teplom v sušiacej a sterilizačnej skrini (Pasteurove pece) je založená na baktericídnom účinku vzduchu zohriateho na 165-170 °C počas 45 minút. Pri vyššej teplote dochádza k zuhoľnateniu vaty, papiera, v ktorom je riad zabalený a pri nižšej teplote je potrebná dlhá doba sterilizácie. Suché teplo sterilizuje sklenený riad (Petriho misky, skúmavky, pipety atď.).
Autoklávovanie- Sterilizácia prehriatou parou (pri zvýšenom tlaku) v parnom sterilizátore (autokláve). Jedna z najúčinnejších metód sterilizácie, ktorá má široké využitie nielen v mikrobiologickej, ale aj v klinickej praxi. Práca s autoklávom si vyžaduje presné vykonávanie špeciálnych pokynov a dodržiavanie bezpečnostných pravidiel. Maximálna teplota pary sa meria špeciálnym teplomerom, ktorý sa vloží do autoklávu spolu s materiálom, ktorý sa má sterilizovať. V niektorých prípadoch sa používajú chemikálie so špecifickou teplotou topenia: benzonaftol (PO °C), kyselina benzoová (120 °C). Mnohé živné médiá, obväzy, bielizeň sa sterilizujú pri tlaku 1 atm počas 15-20 minút, živné médiá so sacharidmi pri 0,5 atm počas 15 minút a dezinfekcia infikovaného materiálu sa vykonáva pri tlaku 1,5-2 atm počas 20-25 minút (Tabuľka 7.1.1).
Tabuľka 7.1.1. Vzťah medzi tlakom, teplotou a dobou sterilizácie v parnom sterilizátore (autokláve)
0 100 30-60 (zlomkové) 0,5 111 20-30
1 121 15-20 1,5 127 15-20
Sterilizácia parou uskutočnené v autokláve s odskrutkovaným vekom a otvoreným výtokovým kohútom. Táto sterilizačná metóda je založená na antibakteriálnom účinku pary na vegetatívne bunky. Používa sa v prípadoch, keď materiál, ktorý sa má sterilizovať, neznesie vysoké teploty, ako sú živné médiá s vitamínmi, sacharidy. Pre úplnú dekontamináciu sa využíva princíp frakčnej sterilizácie, t.j. materiál sa sterilizuje pri 100 °C (alebo 80-90 °C) 20-30 minút 3 dni po sebe. V tomto prípade vegetatívne bunky odumierajú a spóry zostanú a vyklíčia do 1 dňa. Následné dvojité zahriatie zabezpečuje dostatočne spoľahlivú sterilitu materiálu.
Tyndalizácia - ide o frakčnú sterilizáciu materiálov pri 56-58"C 1 hodinu 5-6 dní po sebe. Používa sa na sterilizáciu látok, ktoré sa pri vysokých teplotách ľahko ničia (krvné sérum, vitamíny a pod.).
Zapálenie v plameni liehový varič alebo plynový horák
Zmena je obmedzená napríklad na sterilizáciu bakteriologických slučiek, pitevných ihiel, pinzety.
Vystavenie ionizujúcemu žiareniu. Mikrobicídny účinok ionizujúceho žiarenia je založený na ich schopnosti spôsobiť poškodenie v molekule DNA. Na sterilizáciu jednorazových lekárskych nástrojov a bakteriologických zariadení citlivých na tepelné účinky (plastové misky na kultiváciu mikróbov a bunkových kultúr, plastové striekačky, krvné transfúzne systémy a pod.) sa zvyčajne používa sterilizácia γ-žiarením.
I. Mechanické metódy. Sú založené na filtrácii cez špeciálne membránové filtre s malou veľkosťou pórov, schopné mechanicky zadržiavať mikroorganizmy. Papierové a polymérové filtre sú široko používané v laboratórnej praxi. Existujú filtre s pórmi rôznych, prísne kalibrovaných veľkostí, čo umožňuje zaručiť čistenie materiálu nielen od baktérií, ale aj od vírusov a v prípade potreby od niektorých makromolekúl. Filtrácia sa používa na sterilizáciu tekutých materiálov, ktoré neodolajú teplu (krvné sérum, antimikrobiálne roztoky, zložky živných médií pre baktérie a bunkové kultúry), na získanie bakteriálnych toxínov a iných odpadových produktov baktérií. Filtrácia je hlavnou metódou sterilizácie vzduchu v prípade potreby. Na tento účel prechádza vzduch cez filtre impregnované mikrobicídmi. Takéto sterilizačné systémy sa používajú napríklad v stolových boxoch na prácu s patogénmi obzvlášť nebezpečných infekcií, ako aj na operačných sálach, pôrodniciach a pod.
III. Chemické metódy. Sú založené na ošetrení objektu chemikáliami, ktoré majú mikrobicídny účinok a sú schopné pri určitých režimoch expozície zabezpečiť úplné zničenie mikroflóry. Chemická sterilizácia sa zvyčajne používa na spracovanie rôznych zariadení a nástrojov na opakované použitie, ktoré sú citlivé na vysoké teploty (zariadenia s optickými vláknami, lekárske implantáty atď.). Sterilizačné činidlá zahŕňajú etylénoxid, peroxid vodíka, glutaraldehyd, kyselinu peroxyoctovú, oxid chloričitý.
Bez ohľadu na metódu je vo všetkých prípadoch potrebné pravidelné sledovanie účinnosti sterilizačného postupu. Na tento účel sa používajú biologické indikátory - známe mikroorganizmy, ktoré sú voči tomuto spôsobu spracovania najodolnejšie (napríklad spóry Bacillus stearothermophilus kontrolovať účinnosť autoklávovania, Bacillus subtilis- na kontrolu sterilizácie suchým teplom). Existujú aj fyzikálno-chemické ukazovatele - látky, ktoré podliehajú viditeľným
moje zmeny (zmena farby, stav agregácie a pod.) len pri dodržaní správneho režimu spracovania.
Metódy dezinfekcie
Na dezinfekciu sa používajú fyzikálne a chemické metódy.
I. Fyzikálne metódy. Vystavenie vysokým teplotám
turné.
Vriaci. Striekačky, malé chirurgické nástroje, podložné a krycie sklíčka a niektoré ďalšie predmety sa vkladajú do sterilizátorov, do ktorých sa nalieva voda. Na odstránenie tvrdosti a zvýšenie bodu varu sa do vody pridá 1-2% roztok hydrogénuhličitanu sodného. Varenie sa vykonáva najmenej 30 minút. Pri varení zostávajú niektoré vírusy (napríklad vírus hepatitídy B) a bakteriálne spóry životaschopné.
Pasterizácia založené na antibakteriálnom účinku teploty na vegetatívne bunky, nie však na bakteriálne spóry. Materiál sa zahrieva na teplotu 50-65 "C po dobu 5-10 minút, potom nasleduje rýchle ochladenie. Zvyčajne sa pasterizujú nápoje a potravinárske výrobky (víno, pivo, džúsy, mlieko atď.).
Vystavenie ionizujúcemu žiareniu. ultrafialové žiarenie(UV) s vlnovou dĺžkou 260-300 mikrónov má pomerne výrazný mikrobicídny účinok, avšak niektoré druhy mikróbov a spór sú voči UV žiareniu odolné. Preto UV žiarenie nie je schopné zabezpečiť úplné zničenie mikroflóry - sterilizáciu objektu. UV ošetrenie sa zvyčajne používa na čiastočnú dezinfekciu (dezinfekciu) veľkých predmetov: povrchov predmetov, miestností, vzduchu v zdravotníckych zariadeniach, mikrobiologických laboratóriách a pod.
Gama žiarenie má výrazný mikrobicídny účinok na väčšinu mikroorganizmov, vrátane vegetatívnych foriem baktérií a spór väčšiny druhov, húb, vírusov. Používa sa na sterilizáciu plastového riadu a jednorazových lekárskych nástrojov. Treba mať na pamäti, že liečba gama žiarením nezabezpečuje zničenie infekčných agens, ako sú prióny.
II. Chemické metódy. Ide o spracovanie dezinfikovaného objektu
tami - mikrobicídne chemikálie. Niektorí
niektoré z týchto zlúčenín môžu mať toxické účinky
na ľudskom tele, preto sa používajú výlučne
Na spracovanie externých predmetov. Ako dezinfekčný prostriedok
zvyčajne používajú peroxid vodíka, obsahujúci chlór
jednota (0,1-10% roztok bielidla, 0,5-5% roztok
chlóramín, 0,1-10
% roztoku dvojtretinovej zásaditej soli hypo-
Chlorečnan vápenatý - DTSGK), formaldehyd, fenoly (3-5% roztok fenolu, lyzolu alebo kyseliny karbolovej), jodofory. Výber dezinfekčného prostriedku a jeho koncentrácia závisí od materiálu, ktorý sa má dezinfikovať. Dezinfekcia môže byť dostatočná na dekontamináciu iba lekárskych nástrojov, ktoré neprenikajú cez prirodzené bariéry tela (laryngoskopy, cystoskopy, ventilátory). Niektoré látky (kyselina boritá, mertiolát, glycerín) sa používajú ako konzervačné látky na prípravu terapeutických a diagnostických sér, vakcín a iných prípravkov.
Antiseptické metódy
Ako antiseptiká sa používajú iba zlúčeniny s nízkou toxicitou pre telo, ktoré majú antimikrobiálny účinok. Najbežnejšie používané sú 70% etylalkohol, 5% roztok jódu, 0,1% roztok KMn04, 0,5-1% alkoholové roztoky metylénovej modrej alebo brilantnej zelenej, 0,75-4,0% roztok chlórhexidínu, 1-3% roztok hexachlorofénu a niektoré ďalšie zlúčeniny. Antimikrobiálne činidlá sa tiež pridávajú do materiálov používaných na výrobu obväzov, adhezívnych náplastí, zubných protéz, výplňových materiálov a podobne. aby sa im dodali baktericídne vlastnosti.
Metódy sledovania účinnosti sterilizácie, pôsobenia antiseptických a dezinfekčných prostriedkov. Štúdium antibakteriálneho pôsobenia vysokých teplôt. Hodvábne nite navlhčené zmesou kultúr tvoriacich spóry (3 skúmavky) a netvoriacich spóry (3 skúmavky) vložte do skúmaviek so živným vývarom. Autoklávujte alebo varte jednu skúmavku s každou kultúrou; Kontrolné trubice nevystavujte žiadnym nárazom. Po spracovaní uchovávajte všetky plodiny 24 hodín v termostate pri 37 ° C. Zaznačte výsledok pokusu a urobte záver.
Kontrola sterility obväzov a chirurgických nástrojov. Testované vzorky (alebo tampóny z povrchu veľkých nástrojov) sa vysijú na tri médiá: cukrový bujón, tioglykolové médium a Sabouraudovo tekuté médium. Plodiny sa inkubujú v termostate počas 14 dní. Pri absencii rastu vo všetkých plodinách sa materiál považuje za sterilný.
Štúdium antibakteriálneho pôsobenia UV žiarenia. Suspenzia stafylokoka resp E.coli v izotonickom roztoku chloridu sodného v objeme 1 ml umiestnite vo vzdialenosti 10-20 cm od stredu lampy. Inokulujte ožiarené a neožiarené (kontrolné) bakteriálne suspenzie do živného bujónu a inkubujte
pri 37 °C počas 16-24 hodín, potom vyhodnotiť výsledky: neprítomnosť zákalu média je spojená so smrťou ožiarenej bakteriálnej kultúry, zákal je zaznamenaný v kontrole, čo naznačuje prítomnosť rastu.
Stanovenie antimikrobiálneho účinku antiseptických a dezinfekčných prostriedkov. 1. Pripravte si dva typy testovacích predmetov: a) hodvábne nite namočené v kultúre E. coli; b) hodvábne nite navlhčené spórotvornou kultúrou (s vysokým obsahom spór). Nite vložte na 5 a 60 minút do roztokov fenolu (5 %), lyzolu (5 %), bielidla (10 %), potom umyte od testovaných látok, zasiate do živného vývaru a vložte do termostatu do druhého dňa. Kontrolné vzorky by nemali byť vystavené chemikáliám. Poznačte si výsledok experimentu a urobte záver.
2. Disky filtračného papiera navlhčite roztokmi testovaných látok a umiestnite na povrch živného agaru v Petriho miske vysiate (s trávnikom) testovanou kultúrou stafylokoka alebo Escherichia coli. Inkubujte misku 24 hodín pri 37 °C. Antibakteriálny účinok študovaných látok sa posudzuje podľa priemeru zón inhibície rastu baktérií vytvorených okolo diskov.
Téma 7.2. METÓDY HODNOTENIA ÚČINNOSTI ÚČINKU ANTIMIKROBIÁLNYCH LIEKOV
Úvod. Antimikrobiálne látky (prírodné a syntetické antibiotiká) sa používajú na liečbu chorôb spôsobených mikroorganizmami. Pre účinnú terapiu je potrebné vybrať liek, ktorý má najväčšiu aktivitu proti tomuto infekčnému agens a najmenej poškodzuje normálnu ľudskú mikroflóru. Široká distribúcia bakteriálnych kmeňov s rôznym stupňom rezistencie na mnohé liečivá (multi-rezistencia) robí kvalitatívne (disková metóda) a kvantitatívne (metóda sériového riedenia) hodnotenie citlivosti baktérií na terapeutické liečivá obzvlášť dôležité.
▲ Program
1. Akčné spektrá hlavných skupín antimikrobiálnych liečiv.
2. Hodnotenie účinku antimikrobiálnych liečiv na baktérie diskovou metódou.
3. Stanovenie minimálnej inhibičnej koncentrácie (MIC) antimikrobiálnych liečiv metódou sériových riedení.
ALE. Demonštrácia
1. Antimikrobiálne látky rôznych skupín.
2. Štandardné papierové disky impregnované antimikrobiálnymi látkami na stanovenie citlivosti baktérií na ne.
3. Tabuľky a schémy antimikrobiálnych spektier najvýznamnejších skupín antibiotík a mechanizmy ich antibakteriálneho pôsobenia.
Zadanie študentom
1. Usporiadajte experiment na stanovenie citlivosti stafylokokov na rôzne antibiotiká pomocou diskovej metódy.
2. Na základe výsledkov experimentu určte minimálnu inhibičnú koncentráciu penicilínu pre rôzne bakteriálne kultúry metódou sériového riedenia.
Smernice
Kvantitatívne stanovenie citlivosti baktérií na antimikrobiálne liečivá metódou sériových riedení.Táto metóda sa používa na stanovenie minimálnej inhibičnej koncentrácie (MPC) – najnižšej koncentrácie antibiotika, ktorá úplne potláča rast študovaných baktérií. Pripraví sa zásobný roztok antibiotika, ktorý obsahuje liečivo v určitej koncentrácii (μg/ml alebo U/ml) vo fyziologickom alebo tlmivom roztoku alebo v špeciálnom rozpúšťadle. Zásobný roztok sa používa na prípravu sériových (2-násobných) riedení antibiotika v živnom médiu - bujóne (v objeme 1 ml) alebo agare. Zo študovanej bakteriálnej kultúry sa pripraví suspenzia štandardnej hustoty a 0,1 ml sa naočkuje na médiá s rôznymi koncentráciami antibiotika, ako aj na médiá bez liečiva (kontrola kultúry). Kultúry sa inkubujú pri teplote 37 °C počas 20 až 24 hodín alebo dlhšie (pre pomaly rastúce baktérie), potom sa výsledky experimentu zaznamenajú na zakalenie živnej pôdy alebo výskyt viditeľného rastu baktérií na agare. s kontrolou.berie sa ako IPC.
najvyššia koncentrácia liečiva, ktorá bráni rozvoju CPP alebo akumulácii patogénnych antigénov v bunkách, sa považuje za MIC.
Interpretácia výsledkov, t.j. hodnotenie klinickej citlivosti, uskutočnené na základe kritérií uvedených v tabuľke. 7.2.1. Citlivé kmene zahŕňajú bakteriálne kmene, ktorých rast je inhibovaný pri koncentráciách lieku zistených v krvnom sére pacienta pri použití priemerných terapeutických dávok antibiotík. Stredne rezistentné kmene zahŕňajú kmene, ktorých potlačenie rastu vyžaduje koncentrácie, ktoré sa vytvárajú v krvnom sére pri podávaní maximálnych terapeutických dávok liečiva. Rezistentné sú mikroorganizmy, ktorých rast nie je potláčaný liekom v koncentráciách vytvorených v organizme pri použití maximálnych prípustných dávok.
Tabuľka 7.2.1. Výklad výsledky stanovenia citlivosti baktérií na antibiotiká metódou sériových riedení
| Antibiotikum | MIC (mcg/ml) | ||
| cítiť- | medziprodukt | stabilný- | |
| telo | presné | pažítka | |
| (S) | (D | (R) | |
| penicilíny | |||
| Benzylpenicilín: | |||
| na stafylokoky | 0,12 £ | - | >0,25 |
| pre iné baktérie | <1,5 | >1,5 | |
| Oxacilín | |||
| pre Staphylococcus aureus | <2 | - | >4 |
| pre iné typy stafylokokov | <0,25 | - | >0,5 |
| meticilín | <2 | - | >4 |
| Ampicilín: | |||
| na stafylokoky | <0,25 | - | >0,5 |
| pre E.coli a iné enterobaktérie | <8 | >32 | |
| Karbenicilín: | |||
| pre E.coli a iné enterobaktérie | <16 | >64 | |
| pre Pseudomonas aeruginosa | <128 | >512 | |
| Piperacilín | |||
| pre E.coli a iné enterobaktérie | <16 | >64 | |
| pre Pseudomonas aeruginosa | >64 | - | >182 |
| azlocilín | <64 | - | >128 |
| Cefalosporíny | |||
| Cefazolin | <8 | >32 | |
| cefalotín | <8 | >32 | |
| Cefaclor | <8 | >32 | |
| cefalexín | <8 | >32 | |
| cefuroxím | <8 | >32 |
Pokračovanie
medziprodukt (D
| cefamandol | <8 | >32 | ||
| cefotaxím | <8 | 16-32 | >64 | |
| Ceftriaxón | <8 | 16-32 | >64 | |
| Cefoperazón | <16 | >64 | ||
| ceftazidím | <8 | >32 | ||
| cefepim | Nová beta | <8 -лактамы | >32 | |
| Imipeném | <4 | >16 | ||
| Meropenem | <4 | >16 | ||
| chinolóny | ||||
| Kyselina nalidixová | SI6 | - | >32 | |
| Ciprofloxacín | <1 | >4 | ||
| Ofloxacín | <2 | >8 | ||
| Norfloxacín | <4 юзиды | >16 | ||
| Aminogli | ||||
| kanamycín | <16 | >64 | ||
| Gentamicín | <4 | >16 | ||
| Tobramycín | <4 | >16 | ||
| amikacín | <16 | >64 | ||
| netilmicín | <8 | >32 | ||
| Tetracyklíny, makrolidy, linkozamidy | ||||
| tetracyklín | <2 | 4-8 | >16 | |
| doxycyklín | <4 | >16 | ||
| Erytromycín | 50,5 | 1-4 | >8 | |
| azitromycín | <2 | >8 | ||
| Klaritromycín | <2 | >8 | ||
| aleandomycín | <2 | >8 | ||
| Linkomycín | <2 | >8 | ||
| klindamycín | <0,25 | 0,5 | >1 | |
| Antibiotiká iných skupín | ||||
| Chloramfenikol (lev | omycetín) | <8 | >32 | |
| Kyselina fusidová | <2 | 4-8 | >16 | |
| rifampicín | <2 | >8 | ||
| Polymyxin | <50 ЕД/мл | >50 U/ml | ||
| vankomycín | <4 | 8-16 | S32 | |
| Furadonin | <32 | >128 |
Mikrotestovacie systémy na stanovenie citlivosti na antimikrobiálne liečivá. Mikrotestovacie systémy sú navrhnuté tak, aby rýchlo určili klinickú citlivosť baktérií určitých druhov alebo príbuzných skupín na antibiotiká. Testované lieky v štandardných koncentráciách sú v jamkách hotových plastových doštičiek. Stanoví sa citlivosť študovanej kultúry na dve koncentrácie každého antibiotika: priemerná terapeutická a maximálna. Materiál z izolovanej kolónie sa zavedie do 5 ml štandardného živného média obsahujúceho indikátor pomocou meranej bakteriologickej slučky (objem 1 μl) a pripraví sa suspenzia. Pripravená bakteriálna suspenzia sa naleje do jamiek tablety po 0,1 ml a inkubuje sa za podmienok teploty a plynného zloženia média, ktoré sú optimálne pre tento typ baktérií. Rast baktérií sa posudzuje podľa zmeny farby indikátora, čo môže výrazne skrátiť čas štúdie. Ak baktérie zostanú životaschopné v prítomnosti antibiotika, uvoľnenie metabolických produktov vedie k zmene farby indikátora. Neprítomnosť zmeny farby naznačuje úplné potlačenie vitálnej aktivity mikróbov. Výsledky sa stanovia po 4 hodinách inkubácie pomocou spektrofotometra.
Stanovenie klinickej citlivosti baktérií na antimikrobiálne lieky diskovou metódou (difúzny test). Metóda je založená na potlačení rastu baktérií na hustom živnom médiu pôsobením antibiotika obsiahnutého v papierovom disku. V dôsledku difúzie liečiva do agaru sa okolo disku vytvorí koncentračný gradient antibiotika. Veľkosť zóny inhibície rastu závisí od citlivosti baktérie a vlastností liečiva (najmä rýchlosti difúzie v agare). Na stanovenie citlivosti v klinickej praxi sa používajú hotové štandardné disky s prísne definovaným obsahom antibiotík. Obsah liečiva sa určuje na základe terapeutických koncentrácií každého antibiotika a priemerných hodnôt MIC pre patogénne baktérie. Na každom disku je uvedený názov lieku a jeho množstvo. Na stanovenie citlivosti sa zo študovanej bakteriálnej kultúry pripraví suspenzia obsahujúca štandardný počet životaschopných buniek a nasadí sa trávnik do Petriho misiek (priemer 100 mm) na médiá Muller-Hinton alebo AGV (špeciálne médiá, ktoré nebránia difúzii antimikrobiálne látky a nemajú na ne negatívny vplyv). Kotúče sa nanášajú na osiaty povrch pomocou aplikátora vo vzdialenosti 2,5 cm od stredu misky v kruhu (obr. 7.2.1). Na pohár nie je umiestnených viac ako 5 diskov. Plodiny sa inkubujú 18-20 hodín pri teplote 35 °C. Ak sa postup vykoná správne, na pozadí rovnomerného bakteriálneho trávnika okolo diskov,
Zóny inhibície rastu, ktoré majú okrúhly tvar. Započítanie výsledkov sa uskutoční meraním priemeru zóny inhibície rastu. Pre oblasť, ktorá sa má merať, vezmite oblasť, kde úplne chýba rast baktérií. Interpretácia získaných výsledkov (záver o citlivosti) sa vykonáva na základe kritérií uvedených v tabuľke. 7.2.2.
Tabuľka 7.2.2. Interpretácia výsledkov stanovenia citlivosti baktérií na antibiotiká diskovou metódou (na AGV médiu)
penicilíny
| Benzylpenicilín: | ||||
| pri testovaní stafylokokov | 20 £ | 21- | -28 | >29 |
| pri testovaní iných baktérií | 10 £ | 11- | -16 | 17 £ |
| Ampicilín: | ||||
| pri testovaní stafylokokov | <20 | 21- | -28 | 29 £ |
| pri testovaní gramnegatívne | ||||
| ny baktérie a enterokoky | <9 | 10- | -13 | >14 |
| karbenicilín (25 mcg) | 14 £ | 15- | -18 | >19 |
| Karbenicilín (100 mcg) at | ||||
| testovať P. aeruginosa | 11 £ | 12- | -14 | 15 £ |
| meticilín | 13 £ | 14- | -18 | >19 |
| Oxacilín (10 mcg) | $15 | 16- | -19 | 20 £ |
| Azlocilín (pre P.aeruginosa) | 13 £ | 14- | -16 | 16 £ |
| Piperacilín (pre P.aeruginosa) | <17 | >18 | ||
| Aztreonam | <15 | 16- | -21 | 22 £ |
Cefalosporíny
Pokračovanie
| Antibiotikum | Priemer | zakrpatené zóny | |
| (mm) | |||
| cítiť- | medziprodukt | stabilný- | |
| telo | presné | pažítka | |
| (S) | (D | (R) | |
| Nové beta laktámy | |||
| Imipeném*<13 | 14-15 | >16 | |
| Meropenem*<13 | 14-15 | >16 | |
| chinolóny | |||
| Ciprofloxacín<15 | 16-20 | >21 | |
| Ofloxacín<12 | 13-16 | >17 | |
| Kyselina nalidixová*<12 | 13-17 | >18 | |
| Aminoglykozidy | |||
| streptomycín<16 | 17-19 | >20 | |
| kanamycín<14 | 15-18 | >19 | |
| Gentamicín 15 £ | - | >16 | |
| sizomycín<15 | - | >16 | |
| Tobramycín<14 | - | >15 | |
| amikacín<14 | 15-16 | >17 | |
| netilmicín<12 | 13-14 | >15 | |
| Tetracyklíny, makrolidy, linkozamidy | |||
| tetracyklín<16 | 17-20 | >22 | |
| doxycyklín<15 | 16-19 | >20 | |
| Erytromycín<17 | 18-21 | >22 | |
| azitromycín<13 | 14-17 | >18 | |
| Roxitromycín*<14 | 15-18 | >19 | |
| Klaritromycín* 13 £ | 14-17 | >18 | |
| Linkomycín<19 | 20-23 | 24 £ | |
| Klindamycín 14 £ | 15-20 | >21 | |
| Oleandomycín 16 £ | 17-20 | >21 | |
| Antibiotiká iných skupín | |||
| Chloramfenikol<15 | 16-18 | >19 | |
| Kyselina fusidová<16 | 17-20 | >21 | |
| rifampicín<12 | 13-15 | >16 | |
| Polymyxin<11 | 12-14 | >15 | |
| Vankomycín: | |||
| na stafylokoky<11 | - | >12 | |
| pre enterokoky<14 | 15-16 | >17 | |
| Ristomycín<9 | 10-11 | >12 | |
| Furadonín 15 libier | 16-18 | >19 | |
| Furagin 15 £ | 16-18 | >19 |
*Predbežné údaje.
Použitie diskovej metódy má množstvo obmedzení. Metóda je vhodná len na stanovenie citlivosti rýchlo rastúcich baktérií, ktoré vytvoria homogénny trávnik do 24 hodín na štandardnom hustej živnej pôde pomerne jednoduchého zloženia (Muller-Hinton alebo AGW), ktorá neobsahuje látky, ktoré môžu znižovať aktivitu. antibiotík alebo zabrániť ich šíreniu. V opačnom prípade budú prijaté informácie nepresné.
Diskovú metódu teda nemožno použiť na stanovenie citlivosti na antibiotiká všetkých pomaly rastúcich a najnáročnejších baktérií, ktoré zahŕňajú mnoho ľudských patogénov. (Mycobacterium spp., Helicobacter spp., Bacteroides spp., Prevotella spp., Brucella spp., Mycoplasma spp. a veľa ďalších). Pri určovaní citlivosti niektorých náročných baktérií, pre ktoré boli vyvinuté štandardné testy (Haemophilus spp., Neisseria spp., pri interpretácii výsledkov by sa mali použiť špeciálne kultivačné médiá a ďalšie kritériá.
Disková metóda tiež neposkytuje spoľahlivé výsledky pri určovaní citlivosti baktérií na prípravky, ktoré zle difundujú do agaru, napríklad polypeptidové antibiotiká (polymyxín, ristomycín).
Kvantitatívne stanovenie citlivosti baktérií na antimikrobiálne lieky pomocou E-testu. E-test je variantom difúznej metódy, ktorá umožňuje určiť MIC antibiotika. Namiesto diskov sa používajú štandardné polymérové pásiky pripravené špeciálnou technológiou (AB BIODISK) s imobilizovanými antimikrobiálnymi látkami aplikovanými vo forme kontinuálneho koncentračného gradientu. Na druhej strane pásu
Tabuľka 7.2.3. Stanovenie MIC antimikrobiálnych látok metódou sériových riedení
E-test má stupnicu hodnôt IPC. Keď sa prúžok položí na povrch agaru, proces riadenej difúzie zaistí, že sa v živnom médiu okolo prúžku vytvorí stabilný koncentračný gradient liečiva zodpovedajúci šupine. Postup stanovenia citlivosti pomocou E-testu sa vykonáva podobne ako testovanie diskovou metódou. Po inkubácii semena sa okolo pásika vytvorí eliptická zóna inhibujúca rast. Hodnota IPC zodpovedá priesečníku eliptickej zóny s E-testovacím prúžkom. Na interpretáciu výsledkov (hodnotenie klinickej citlivosti) sa používajú štandardné kritériá (tabuľka 7.2.3).
EKOLÓGIA MIKROORGANIZMOV
Úvod. Ekológia mikroorganizmov je odvetvím všeobecnej mikrobiológie a študuje vzťah mikro- a makroorganizmov žijúcich spolu v určitých biotopoch. V prirodzených biotopoch (pôda, voda, vzduch, živé organizmy) sú mikróby súčasťou rôznych biocenóz. Ekológia mikróbov, ktoré spôsobujú choroby človeka, je daná ich schopnosťou prežiť vo vonkajšom prostredí, meniť hostiteľa, pretrvávať v organizme hostiteľa na pozadí pôsobenia imunitného systému a súvisí aj so spôsobmi ich distribúcie, prenos a množstvo ďalších faktorov. Hodnotenie množstva podmienok prostredia je jednou z hlavných úloh sanitárnej mikrobiológie.
Sanitárny a bakteriologický výskum je základom praktickej práce sanitárov a epidemiológov pri sanitárnom a hygienickom hodnotení predmetov životného prostredia, potravín, nápojov atď. a zohrávajú vedúcu úlohu v prevencii infekčných chorôb. Dôležitým predmetom štúdia v lekárskej mikrobiológii je normálna mikroflóra ľudského tela, ktorá zahŕňa mikróby, ktoré žijú na koži, slizniciach rôznych orgánov (ústna dutina, hltan, nosohltan, horné dýchacie cesty, črevá, najmä hrubé črevo, atď.). atď.). Niektoré z nich sú trvalý (povinný) obyvatelia ľudského tela, iní - dočasné (voliteľné alebo prechodné). Normálna mikroflóra je životne dôležitý systém tela, ktorý zabezpečuje ochranu pred mnohými patogénnymi mikróbmi, dozrievanie a stimuláciu imunitného systému, produkciu množstva vitamínov a enzýmov podieľajúcich sa na trávení atď.
Kvalitatívne a kvantitatívne zloženie ľudskej mikroflóry sa počas života mení a závisí od pohlavia, veku, stravy atď. Okrem toho kolísanie v zložení ľudskej mikroflóry môže byť spôsobené výskytom chorôb a užívaním liekov, predovšetkým antibiotík a imunomodulátorov. . Hodnotenie kvalitatívneho a kvantitatívneho zloženia mikroflóry ľudského tela podľa určitých ukazovateľov umožňuje identifikovať jej porušenie (dysbakteriózu) a dôsledky s ňou spojené.
Téma 8.1. MIKROFLÓRA VODY, VZDUCHU A PÔDY. METÓDY SANITÁRNE-BAKTERIOLOGICKÉHO ŠTÚDIA VODY, VZDUCHU A PÔDY
g Program
1. Mikroflóra vody, vzduchu a pôdy.
2. Sanitárne indikačné mikroorganizmy a ich význam.
3. Metódy stanovenia if-indexu, if-titra a mikrobiálneho čísla vody.
4. Metódy stanovenia mikrobiálneho čísla vzduchu.
5. Spôsoby stanovenia titra perfringens, titra coli a počtu pôdnych mikroorganizmov.
ALE Demonštrácia
1. Sanitárne a bakteriologické vyšetrenie vody metódou membránových filtrov.
2. Sanitárne a bakteriologické vyšetrenie ovzdušia. Krotovov prístroj. Rast mikroorganizmov na MPA v Petriho miske. Rast hemolytických streptokokov na krvnom agare.
3. Sanitárne a bakteriologické štúdium pôdy. rast Proteus vulgaris(podľa Shukeviča).
a Zadanie študentom
1. Posúdiť sanitárny a bakteriologický stav vody na základe výsledkov stanovenia mikrobiálneho čísla, koli-indexu a kolititra.
2. Na základe výsledkov stanovenia mikrobiálneho čísla posúdiť sanitárno-bakteriologický stav ovzdušia.
3. Posúdiť sanitárno-bakteriologický stav pôdy na základe výsledkov stanovenia mikrobiálneho čísla, koli-titra, perfringens-titra a titra termofilných baktérií.
4. Naočkujte výplach z pokožky rúk na glukózo-peptónovom médiu.
▲ Pokyny
Mikrobiologické metódy na štúdium životného prostredia
Na posúdenie sanitárneho a hygienického stavu rôznych objektov životného prostredia, vody, potravín atď. sa vykonávajú sanitárne a bakteriologické štúdie, ktorých účelom je určiť nebezpečenstvo epidémie. Priama detekcia patogénnych mikróbov je však spojená s mnohými ťažkosťami, predovšetkým kvôli nízkej koncentrácii týchto mikróbov, ktoré sa spravidla nemôžu množiť vo vzduchu, vode a pôde. Preto sa v sanitárnej a mikrobiologickej praxi používajú nepriame metódy, založené na stanovení celkovej mikrobiálnej kontaminácie toho či onoho objektu a na zisťovaní tzv. sanitárne indikačné baktérie(Tabuľka 8.1.1).
Tabuľka 8.1.1. Sanitárne indikačné baktérie prostredia a potravín
| Objekt | Povaha znečistenia | Hygienické indikatívne baktérie |
| Voda | fekálne | Baktérie zo skupiny Escherichia coli Escherichia coli, Citrobacter freundii, Enterobacter aerogenes, Enterococcus faecalis |
| Pôda | To isté | Tie isté baktérie a klostrídie (Clostridium perfringens, CI. sporogenes atď.) |
| Priemyselná-každodenná- | termofilné baktérie, Proteus | |
| vye (rozkladajúci sa odpad) | vulgaris | |
| jedlo | fekálne | |
| Produkty | zámky S. faecalis, P. vulgaris | |
| Orálne kvapkanie | Staphylococcus aureus | |
| Položky | fekálne | Baktérie zo skupiny črevných pas- |
| každodenný život | zámky, P. vulgaris, E. faecalis | |
| Orálne kvapkanie | S. aureus | |
| Vzduch | To isté | S. aureus, S. pyogenes |
| voda, | Priemyselný | Produkčné kmene mikro- |
| pôda, | rúcha | |
| vzduchu |
Sanitárne indikačné mikróby, indikujúce fekálna kontaminácia prostredia, sú baktérie skupiny Escherichia coli (CGB). Patria k rôznym rodom čeľade Enterobacteriaceae. Diferenciálne diagnostické príznaky BGKP sú uvedené v tabuľke. 8.1.2. Detekcia E. coli v akýchkoľvek environmentálnych alebo potravinových produktoch sa považuje za najspoľahlivejší indikátor kontaminácie čerstvou stolicou. Prítomnosť baktérií Citrobacter a Enterobacter indikuje relatívne starú fekálnu kontamináciu. Prítomnosť Clostridium perfringens, C. sporogens a iných klostrídií v pôde svedčí o ich fekálnej kontaminácii, či už čerstvých alebo starých, pretože tieto baktérie tvoria spóry, čo im umožňuje pretrvávať v prostredí (najmä v pôde) dlho. Detekcia v objektoch životného prostredia Enterococcus faecalis tiež naznačuje ich fekálne znečistenie. Skupina termofilných baktérií zahŕňa nepríbuzné baktérie, zástupcov rôznych čeľadí, ktoré sa môžu množiť pri teplote 60 ° C a vyššej. (Lactobacillus lactis, Streptococcus thermophilus atď.). Nie sú trvalými obyvateľmi ľudského čreva a neslúžia ako kritérium pre fekálnu kontamináciu prostredia. Prudký nárast počtu týchto baktérií môže naznačovať kontamináciu pôdy rozkladajúcim sa odpadom, pretože sa množia v samoohrievajúcom sa hnoji a komposte.
Tabuľka 8.1.2. Diferenciálne diagnostické znaky BGKP
Escherichia Zmiešajte + - +
coli kyseliny
Citrobacter Rovnaké + - p + +
freundii
Enterobacter Bután - - + - + +
aerogény diol
Symboly: (+) - pozitívna reakcia, (-) - negatívna reakcia, p - rôzne reakcie.
Baktérie patriace do rodu Proteus (P.vulgaris) atď.) rodiny Enterobacteriaceae,široko rozšírené v prírode. Tieto hnilobné baktérie sa nachádzajú vo veľkom počte na rozkladajúcich sa pozostatkoch zvierat a rastlín. Detekcia týchto baktérií v akejkoľvek potravine naznačuje hnilobný rozklad.
Hemolytické streptokoky (S.pyogenes), keďže sú tranzitnými obyvateľmi nosohltanu a hltana, vylučujú sa kvapôčkami hlienu vzdušnými kvapôčkami. Termíny prežitia hemolytických streptokokov v prostredí sa prakticky nelíšia od termínov charakteristických pre väčšinu ostatných patogénov vzdušných infekcií. Detekcia hemolytických streptokokov vo vnútornom ovzduší naznačuje jeho možnú kontamináciu mikróbmi obsiahnutými v hltane, nosohltane, horných dýchacích cestách človeka, ktoré sú pôvodcami vzdušných infekcií. Staphylococcus aureus je nepovinným obyvateľom nosohltanu, hltana, ako aj ľudskej kože. Jeho prítomnosť vo vnútornom vzduchu alebo na predmetoch, ktoré sa tam nachádzajú, je indikátorom vzdušná kontaminácia. Súčasná detekcia Staphylococcus aureus a hemolytických streptokokov naznačuje vysoký stupeň znečistenia ovzdušia.
Sanitárne a bakteriologické vyšetrenie vody
Stanovenie mikrobiálneho čísla vody. Voda z vodovodu sa naočkuje v objeme 1 ml, voda z otvorených nádrží - v objemoch 1,0; 0,1 a 0,01 ml. Všetky vzorky sa vložia do sterilných Petriho misiek, potom sa zalejú 10-12 ml roztaveného a ochladia sa na 45-50 °C živný agar, ktorý sa opatrne
Dôkladne premiešame s vodou. Plodiny sa inkubujú pri 37 °C počas 1-2 dní. Voda z otvorených nádrží sa naočkuje paralelne do dvoch sérií pohárov, z ktorých jeden sa inkubuje pri 37 °C 1 deň a druhý 2 dni pri 20 °C. Potom sa spočíta a vypočíta počet kolónií rastúcich na povrchu a v hĺbke média mikrobiálny počet vody- počet mikroorganizmov v 1 ml.
Stanovenie if-titra a if-indexu vody. Coli-titer voda - minimálne množstvo vody (ml), v ktorej sú CGB detegované. Coli-index- množstvo BGKP v 1 litri vody. Tieto ukazovatele sa stanovujú titračnou (fermentačnou) metódou alebo metódou membránových filtrov.
Titračná metóda. Do glukózového peptónového média sa naočkujú rôzne objemy vody (1 % peptónová voda, 0,5 % roztok glukózy, 0,5 % roztok chloridu sodného, Andrede indikátor a plavák) a na očkovanie veľkých množstiev (100 a 10 ml) koncentrovaná médium, ktoré obsahuje 10-násobné množstvo týchto látok.
Voda otvorených povrchových nádrží sa skúma v objemoch 100; desať; 1,0 a 0,1 ml. Na štúdium vody z vodovodu sa plodiny vyrábajú v troch objemoch po 100 ml, troch objemoch po 10 ml a troch objemoch po 1 ml. Inokulácie sa inkubujú 1 deň pri 37 °C. Fermentácia sa posudzuje podľa prítomnosti plynových bublín v plaváku. Fermentované alebo zakalené vzorky sa kultivujú na médiu Endo. Z vyrastených kolónií sa urobia nátery, zafarbia sa podľa Gramovej metódy a vykoná sa oxidázový test na rozlíšenie baktérií rodov. Escherichia, Citrobacter a Enterobacter z gramnegatívnych baktérií čeľade Pseudomonadaceae a iných oxidáza-pozitívnych baktérií žijúcich vo vode. Na tento účel sa 2-3 izolované kolónie odstránia z povrchu média sklenenou tyčinkou, ktorá sa ťahom aplikuje na filtračný papier navlhčený di-metyl-p-fenyléndiamínom. Pri negatívnom oxidázovom teste sa farba papiera nemení, pri pozitívnom zmodrá do 1 min. Gramnegatívne tyčinky, ktoré netvoria oxidázu, sa opäť skúmajú vo fermentačnom teste - vložia sa do polotekutého živného agaru s 0,5 % roztoku glukózy a inkubovali sa pri 37 °C počas 1 dňa. Ak je výsledok pozitívny, ak je titer a ak je index určený podľa štatistickej tabuľky. 8.1.3.
Metóda membránového filtra. Membránový filter č. 3 je umiestnený v Seitzovom lieviku namontovanom v Bunsenovej banke, ktorá je pripojená k vákuovej pumpe. Membránové filtre sa predsterilizujú vyvarením v destilovanej vode. Voda z vodovodnej siete a voda z artézskych studní je filtrovaná v objeme 333 ml. Čistá voda z otvoreného rezervoára sa filtruje v objeme 100, 10, 1,0 a 0,1 ml, viac znečistená voda sa pred filtráciou zriedi sterilnou vodou.
Tabuľka 8.1.3. Stanovenie indexu baktérií skupiny Escherichia coli pri štúdiu vody
Coli-titer
z 3 objemov po 100 ml
voda. Potom sa filtre umiestnia na povrch média Endo v Petriho miskách a po inkubácii pri 37 °C počas 1 dňa sa spočíta počet vyrastených kolónií typických pre CGB. Stery sa pripravia z 2-3 červených kolónií, zafarbia sa podľa Gramovej metódy a stanoví sa oxidázová aktivita. Na tento účel sa filter s kolóniami baktérií, ktoré na ňom rastú, prenesie pomocou pinzety bez otáčania na kruh filtračného papiera navlhčeného dimetyl-p-fenyléndiamínom. V prítomnosti oxidázy sa indikátor zmení na modrú. 2-3 kolónie, ktoré nezmenili svoju pôvodnú farbu, sa naočkujú do polotekutého média s 0,5% roztokom glukózy. Kultúry sa inkubujú 24 hodín pri 37 °C. V prítomnosti plynu sa spočíta počet červených kolónií na filtri a stanoví sa index coli. Regulačné ukazovatele pre pitnú vodu sú uvedené v tabuľke. 8.1.4.
Tabuľka 8.1.4. Normy pitnej vody (GOST 2874-82)
| štandardná |
Indikátor
Počet mikróbov v 1 ml vody, nie viac ako 100
Počet baktérií skupiny Escherichia coli v 1 litri vody 3
(if-index), nič viac
Na určenie titra Enterococcus faecalis pripravte 10-násobné riedenie vody. Celá voda a jej riedenia v objeme 1 ml sa naočkujú do jedného z tekutých voliteľných médií (KF, poly-
Mixinovaya atď.), inkubujú sa 2 dni pri 37 °C, po 24 a 48 hodinách sa naočkujú na husté elektívne-diferenciálne médiá: KF agar, TTX agar (médium s trifenyltetrazoliumchloridom), polymyxintelurite agar. Identifikujú sa streptokoky. na typ kolónií, morfológiu buniek a farbenie podľa Gramovej metódy. Na médiu s TTX tvoria streptokoky tmavočervené kolónie, na agare s teluritom - čierne.
Zloženie médií. KF médium: 2% výživný agar, 1% kvasnicový extrakt, 2% laktóza, 0,4% azid sodný, 0,06% uhličitan sodný, indikátor bromkrezolová červeň.
Polymyxínové médium: 2% výživný agar, 1% kvasnicový extrakt, 1% glukóza, polymyxín M 200 jednotiek/ml, indikátor brómtymolová modrá.
Polymyxinteluritový agar: 2 % výživný agar, 1 % kvasnicový extrakt, 1 % glukóza, kryštálová violeť 1:800 000, polymyxín M 200 U/ml, 0,01 % teluritu draselného.
Trifenyltetrazoliumchloridový agar (TTC): 2% výživný agar, 1% kvasnicový extrakt, 1% glukóza, kryštálová violeť 1:800 000, 0,01% TTC.
Pri definovaní indexu E.faecalis použite štatistické tabuľky používané na stanovenie coli-indexu. Okrem toho sa na tento účel používa metóda membránového filtra. Na detekciu patogénnych baktérií voda prechádza cez membránové filtre, ktoré sa potom umiestnia do tekutých voliteľných médií alebo na povrch hustých diferenciálnych diagnostických médií.
Sanitárne a bakteriologické vyšetrenie vzduchu
Stanovenie mikrobiálneho čísla vzduchu. Kvantitatívne mikrobiologické metódy skúmania ovzdušia sú založené na princípoch sedimentácie (sedimentácie), aspirácie alebo filtrácie.
sedimentačná metóda. Dve Petriho misky s výživným agarom sa nechajú otvorené 60 minút, potom sa plodiny inkubujú v termostate pri 37 °C. Výsledky sa vyhodnotia podľa celkového počtu kolónií pestovaných na oboch miskách: ak je menej ako 250 kolónií, vzduch sa považuje za čistý, 250-500 kolónií naznačuje znečistenie stredného stupňa, pričom počet kolónií je viac ako 500 - znečistených.
aspiračná metóda. Ide o presnejšiu kvantitatívnu metódu na stanovenie počtu mikroorganizmov vo vzduchu. Výsev vzduchu sa vykonáva pomocou zariadení. Krotovov aparát (obr. 8.1.1) je riešený tak, že vzduch je nasávaný danou rýchlosťou cez úzku štrbinu plexiskla, ktorá uzatvára Petriho misku so živným agarom.
Obr.8.1.1. Krotovov prístroj na bakteriologický výskum
Zároveň sú aerosólové častice s na nich obsiahnutými mikroorganizmami rovnomerne fixované na celom povrchu média vďaka neustálemu otáčaniu pohárika pod vstupnou štrbinou. Po inkubácii výsevu v termostate sa mikrobiálne číslo vypočíta podľa vzorca:
x 1000 x~y
kde a je počet kolónií pestovaných na platni; V je objem vzduchu pretečeného zariadením, dm 3; 1000 - štandardný objem vzduchu, dm 3.
Pri zisťovaní mikrobiálneho počtu vzduchu sa na izoláciu hemolytických streptokokov používa živný agar - krvný agar s prídavkom genciánovej violeti s následnou kontrolnou mikroskopiou a selektívnou subkultiváciou podozrivých kolónií na krvnom agare.
Zloženie médií. Krvný agar z genciánovej violeti: 2 % výživný agar, 5 – 10 % defibrinovaná konská, králičia alebo barania krv, genciánová violeť (1:50 000).
Agar so žĺtkom a soľou (YSA): 2% výživný agar, 10% chlorid sodný, 20 % (objemovo) suspenzia žĺtka (1 vaječný žĺtok na 200 ml izotonického roztoku chloridu sodného).
Na štúdium vzduchu možno použiť aj iné prístroje (Dyakov, Rechmensky, Kiktenko, PAB-1 - odber vzoriek -
Nick aerosól bakteriologický, POV-1 - zariadenie na odber vzoriek vzduchu), pomocou ktorého prechádza určitý objem vzduchu cez kvapaliny alebo filtre a potom sa na živných médiách vyrábajú merané plodiny. Použitie PAB-1 a POV-1 umožňuje skúmať veľké objemy vzduchu a odhaliť patogénne baktérie a vírusy.
Pri vyšetrovaní ovzdušia nemocníc (chirurgických, pôrodnícko-gynekologických a pod.) sa priamo izolujú patogénne a oportúnne baktérie – pôvodcovia nozokomiálnych nákaz (stafylokoky, Pseudomonas aeruginosa a i.). V prípade nozokomiálnych infekcií stafylokokovej etiológie sa uskutočňujú štúdie zamerané na identifikáciu zdrojov a spôsobov šírenia infekcií: pomocou fágovej typizácie sa určuje identita stafylokokov izolovaných z objektov prostredia, ako aj od pacientov a sprievodcov. Štandardné ukazovatele mikrobiálneho počtu a obsahu Staphylococcus aureus, Quot, Kapitola 2. Štátna sociálna pomoc poskytovaná vo forme poskytovania súboru sociálnych služieb občanom 10 str.
Sterilizácia – (z lat. Defertilita) – je úplné zničenie m/o a ich spór vplyvom fyzikálnych faktorov aj chemických prípravkov. Sterilizácia sa vykonáva po dezinfekcii PSO a kontrole kvality PSO. Sterilizácia je najdôležitejším článkom, poslednou bariérou prevencie nozokomiálnych nákaz v zdravotníckych zariadeniach. Chráni pacienta pred akoukoľvek infekciou.
Dokumenty upravujúce metódy sterilizácie.
Je potrebné mať na pamäti, že na vykonávanie sterilizácie je potrebné poznať a vedieť aplikovať zákony, pokyny, pravidlá a iné poučné a metodické dokumenty v oblasti infekčnej bezpečnosti. V súčasnosti je v platnosti priemyselná norma (odst. 42-21-8-85, ktorá definuje spôsoby, prostriedky a režimy sterilizácie a dezinfekcie zdravotníckych pomôcok, ktorá je doplnená vyhláškou č. 408 „Metodické pokyny na dezinfekciu, PSO a sterilizácia, zdravotnícky materiál“ , schválený Ministerstvom zdravotníctva Ruska 30. decembra 1998. č. MU-287-113. Tieto dokumenty sú povinné a určujúce pre všetky zdravotnícke zariadenia a poskytujú široký výber najvhodnejších prostriedkov a metód pre podmienky tohto zariadenia.krvou alebo injekčnými prípravkami a niektorými druhmi lekárskych nástrojov, ktoré pri prevádzke prichádzajú do styku so sliznicami, môže dôjsť k ich poškodeniu.
Metódy sterilizácie rozlišujú:
- fyzický(tepelné): para, vzduch, glasperleny;
- chemický: plyn, chemikálie, žiarenie;
- plazma a ozón(skupina chemikálií).
Výber jednej alebo druhej metódy sterilizácie závisí od vlastností objektu a samotnej metódy - jej výhod a nevýhod. Balené výrobky sa sterilizujú v decentralizovaných alebo centralizovaných systémoch, ako aj v priemyselných podnikoch, ktoré vyrábajú zdravotnícke pomôcky na jedno použitie. Produkty bez obalu sú sterilizované iba decentralizovaným systémom zdravotnej starostlivosti. V zdravotníckych zariadeniach sú najčastejšie metódy sterilizácie parou a vzduchom.
Sterilizátory: parný, vzduchový, plynový.
Metóda pary:
Spoľahlivý netoxický, lacný, zaisťuje sterilitu nielen povrchu, ale celého produktu. Vykonáva sa pri relatívne nízkej teplote, pôsobí šetrne k spracovávanému materiálu, umožňuje sterilizáciu produktov v obale, čím predchádza riziku opätovnej kontaminácie m/o.
Sterilizačným činidlom pri tejto metóde je stlačená nasýtená vodná para.
Režimy sterilizácie:
1. režim (hlavný) - t 132 0, 2 atm., 20` - je určený pre výrobky z hrubého kalika, gázy, skla vrátane striekačiek s označením "200 0 C", výrobky z kovu odolného voči korózii.
2. režim (jemný) - t 120 0, 1,1 atm., 45` - odporúča sa pre výrobky vyrobené z tenkej gumy, latexu, polyetylénu s vysokou hustotou.
3. režim - t 134 0 , 2 atm., 5`.
Podmienky sterilizácie: všetky produkty sterilizované parou pod tlakom, vopred pripravené balenie - sterilizačné boxy (boxy alebo nádoby). S filtrami alebo bez nich, kraftové vrecká a iné obaly určené na sterilizáciu parou.
Čas použiteľnosti sterilizovaných výrobkov závisí od balenia:
Produkty sterilizované v sterilizačných boxoch bez filtra (CS) - 3 dni (72 hodín);
V sterilizačných boxoch s filtrom (CF) - do 20 dní, s výhradou mesačnej výmeny filtrov;
V dvojitom mäkkom obale z bavlnenej tkaniny, kraftového papiera - 3 dni. (72 hodín).
Nevýhody metódy:
Spôsobuje koróziu nástrojov vyrobených z nestabilných kovov;
Premieňajúc sa na kondenzát zvlhčuje sterilizované produkty, čím zlepšuje podmienky skladovania a zvyšuje riziko opätovnej kontaminácie m/o.
vzduchová metóda.
Sterilizačným prostriedkom je suchý horúci vzduch. Charakteristickým znakom metódy je, že nedochádza k zvlhčovaniu obalov a produktov as tým súvisiacemu skráteniu doby sterility, ako aj korózii kovov.
Režimy sterilizácie:
1. režim (hlavný) - t 180 0 - 60 min. - určený na sterilizáciu sklenených výrobkov vrátane injekčných striekačiek s označením "200 0 C", kovových výrobkov vrátane kovov odolných voči korózii.
2. režim (jemný) - t 160 0 - 150 min. - je určený na sterilizáciu výrobkov zo silikónovej gumy, ako aj častí niektorých prístrojov a zariadení.
Podmienky sterilizácie: produkty sú sterilizované bez obalu na sieťkach balených v baliacom papieri, ktorý spĺňa požiadavky súčasnej priemyselnej normy.
Nevýhody metódy: pomalé a nerovnomerné zahrievanie sterilizovaných výrobkov; nutnosť použitia vyšších teplôt; nemožnosť použitia na sterilizáciu výrobkov z gumy, polymérov; nepraktickosť použiť všetky dostupné obalové materiály.
Poznámky: suché výrobky sa podrobia sterilizácii; produkty sterilizované v kraftovom vrecku, balenie bez vrecového papiera s pevnosťou za mokra, skladovanie - 3 dni. (72 hodín); v 2-vrstvovom balení krepového papiera na med. ciele - do 20 dní; produkty sterilizované bez obalu treba použiť ihneď po sterilizácii počas pracovnej zmeny (6 hodín) za aseptických podmienok.
Glasperlenova metóda. Celokovové dentálne a kozmetické nástroje sa sterilizujú ponorením sklenených guľôčok zahriatych na 190-250 °C do média.
Čas spracovania je uvedený v návode na použitie konkrétneho sterilizátora.